BAB I
PENDAHULUAN

Keberadaan tanaman sebagai obat sudah dikenal sejak ribuan tahun yang lalu, resep diwariskan turun temurun yang tadinya hanya dikenal oleh kalangan tertentu kemudian menyebar ke masayarakat luas. Dunia mencatat tradisi herbal berkembang pesat di dunia Timur. Modernisasi mentautkan tanaman obat dengan dunia farmasi yang perlahan keampuhannya diakui kalangan ilmiah dengan langkah dan cara pengolahan yang benar, maka khasiat tanaman obat tidak akan berubah.
Alam sungguh memiliki kekayaan yang sangat luar biasa dengan ditumbuhkannya aneka ragam tanaman bermanfaat banyak. Tidak hanya untuk kebutuhan pangan tapi juga untuk pengobatan manusia, sejarah mencatat nenek moyang kita sudah pandai mengolah akar, kulit batang, daun, bunga, dan buah menjadi obat mujarab untuk macam-macam penyakit. Dengan berkembangnya zaman, ilmu pengetahuan, dan teknologi menyingkap rahasia keampuhan aneka tumbuhan. Serangkaian percobaan di balik laboratorium dan uji klinis pada manusia semakin memperjelas khasiat dan mekanisme kerja senyawa-senyawa aktif di dalam herbal.
Temu hitam merupakan salah satu tumbuhan herbal yang memiliki banyak khasiat dan berpotensi baik dari segi ilmu pengetahuan sampai segi perekonomian yang dapat dengan mudah dibudidayakan dan berpotensi secara ekonomi dan khasiatnya.

BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Tinjauan Botani Temu Ireng
Nama Jenis : Curcuma aeruginosa Roxb.
Divisi :Spermatophyta
Subdivisi :Angiospermae
Kelas : Monocotyledonae
Ordo : Zingiberales
Famili : Zingiberaceae
Genus : Curcuma
Nama Umum : Sumatera: temu erang, tenu itam (Melayu). Jawa: koneng hideung (Sunda), temu ireng (Jawa). Nusa Tenggara: temo ereng (Madura), temu ireng (Bali). Sulawesi: tamu leteng (Makasar), temu lotong (Bugis). Nama asing: Ezhu (China).
Nama Simplisia : Curcumae aeruginosae Rhizoma (rimpang temu hitam).

Deskripsi tanaman :
Terna tahunan ini mempunyai tinggi 1-2 m, berumbi batang, berbatang semu yang tersusun atas kumpulan pelepah daun tegak dan berbentuk rimpang, berwarna hijau atau cokelat gelap. Daun tunggal, bertangkai panjang, 2-9 helai. Helaian daun bentuknya bundar memanjang sampai lanset, ujung dan pangkal runcing, tepi rata, pertulangan menyirip, warnanya hijau tua dengan sisi kiri kanan ibu tulang daun terdapat semacam pita memanjang berwarna merah gelap atau lembayung, panjang 31-84 cm, lebar 10-18 cm. Bunganya bunga majemuk berbentuk bulir yang tandannya keluar langsung dari rimpang, panjang tandan 20-25 cm, bunga mekar secara bergiliran dari kantong-kantong daun pelindung yang besar, pangkal daun pelindung berwarna putih, ujung daun pelindung berwarna ungu kemerahan. Mahkota bunga berwarna kuning. Rimpangnya cukup besar dan merupakan umbi batang. Rimpang juga bercabang-cabang. Jika rimpang tua dibelah secara vertikal, tampak lingkaran berwarna biru kehitaman di bagian luarnya. Pada rimpang anakan, atau rimpang cabang, warna kehitaman ini tidak akan terlalu tampak, meskipun memang sedikit terlihat apabila diperhatikan dengan seksama. Warna biru-kehitaman inilah yang menyebabkan tanaman ini diberi nama temu hitam.

Rimpang temu hitam mempunyai aroma khas yang disebabkan oleh kandungan minyak atsirinya, oleh karena itu kita dapat membedakan dengan rimpang temu-temuan lainnya. Perbanyakan dengan rimpang yang sudah cukup tua atau pemisahan rumpun.
2.2 Ekologi
Temu hitam terdapat di Burma, Kamboja, Indocina (Vietnam), dan menyebar sampai ke Pulau Jawa. Selain ditanam di pekarangan atau di perkebunan, temu hitam juga banyak ditemukan tumbuh liar di hutan jati, padang rumput, atau di ladang pada ketinggian 400-1750 m dpl. Lokasi tumbuh :
– Daerah dengan curah hujan 900 – 1.250 mm per tahun, dengan musim kering yang nyata.
– Habitat paling sesuai adalah pada daerah yang ternaungi dengan kelembaban tinggi.
Dapat tumbuh pada semua jenis tanah, akan tetapi lebih baik berpasir dengan drainase yang baik.
2.3 Kandungan Kimia
Pada Rimpang mengandung senyawa aktif minyak atsiri, saponin, polifenol, flavonoid, tanin, kurkumol, kurkumenol, isokurkumenol, kurzerenon, kurdion, kurkumalakton, germakron, a, β, g-elemene, linderazulene, kurkumin, demethoxykurkumin, dan bisdemethoxykurkumin. Pada bagian daun terdapat pati, damar, lemak, dan minyak atsiri juga.
2.4 Manfaat
Bagian tanaman yang digunakan sebagai obat adalah rimpangnya. Cuci rimpang lalu dipotong-potong dan dikeringkan dengan cara diangin-anginkan agar kandungan minyak atsirinya tidak berkurang. Cara pemakaian, untuk penggunaan obat dalam (oral) gunakan rimpang sebanyak 1-2 jari tangan. Sedangkan untuk pemakaian luar rimpang segar dicuci terlebih dahulu secukupnya lalu dikupas dan digiling halus. Tambahkan minyak kelapa, diaduk rata lalu digunakan untuk menutup luka pada kulit.
Rimpang berguna untuk mengobati gangguan kulit seperti kudis, koreng, borok, ruam, mengatasi gangguan pencernaan seperti mulas, sakit perut, membangkitkan nafsu makan (stomakik), sariawan, batuk berdahak, sebagai obat cacing (antelmintik), pendarahan saat haid/nifas, reumatik, luka menahun, peluruh angin (karminatif), memperlancar peredaran darah, serta pengobatan karena kandungan minyak esensialnya yang cukup tinggi. Sedangkan rebusan rimpangnya membantu mengurangi sesak nafas.
2.5 Budidaya dan Pembibitan
1. Persiapan lahan :
• Bersihkan lahan dari gulma dan cangkul hingga kedalaman 20 – 30 cm untuk memperbaiki struktur tanah.
• Biarkan lahan selama satu minggu setelah pengolahan.
• Lakukan pemupukan dengan pupuk kandang atau kompos sebanyak 15 – 20 ton per hektar (tabur merata di lahan).
• Buatlah bedengan dengan ukuran lebar 2 m dan sesuaikan panjangnya dengan kondisi lahan. Tinggi bedengan biasanya sekitar 25-45 cm dan jarak antar bedengan 30-50 cm.
2. Pembibitan :
Tanaman temu hitam dapat diperbanyak dengan rimpang ataupun memisahkan anakan dari rumpun.

A. Dengan rimpang :
• Semai rimpang temu hitam dengan ditutupi tanah sedalam 10 – 15 cm pada tempat teduh dan lembab.
• Siram persemaian pada saat pagi dan sore dan jaga agar tetap lembab.
• Saat tunas muncul, potong-potong rimpang dengan ukuran cukup besar. Tiap rimpang sebaiknya terdiri dari 2-3 mata tunas.
• Angin-anginkan rimpang di tempat teduh selama kurang lebih 2 hari sebelum ditanam.

B. Dengan anakan
• Pisahkan anakan dengan menggali tanah disekitar anakan.
• Potong rimpang yang menghubungkan anakan dengan induk.Anakan yang telah dipisahkan dapat langsung ditanam.

3. Penanaman :
• Buatlah lubang tanam dengan jarak tanam 25 cm x 45 cm (dalam satu barisan 25 cm, dan antar barisan 45 cm). Kedalaman lubang tanam dibuat sekitar 20 cm.
• Biarkan lubang terbuka selama 1 minggu.
• Masukkan bibit dengan posisi tunas tegak, kemudian bumbun sampai rata dengan tanah.

4. Pemeliharaan :
• Lakukan penyulaman 2 minggu setelah penanaman bila ada tanaman yang mati.
• Apabila akar atau rimpang terlihat muncul di permukaan, lakukan pembumbunan.
• Lakukan penyiangan dengan hati-hati secara manual.
• Berikan pupuk susulan setelah tanaman berumur 6 bulan. Lakukan pemupukan setelah penyiangan.
• Apabila tidak hujan, lakukan sistem leb untuk pengairan (genangi bedengan dengan air).
5. Pengendalian hama penyakit :
• Musnahkan tanaman dengan cara memotong dan membakarnya agar tidak menular (biasanya hama berupa ulat Kerana diocles).
• Kendalikan secara manual apabila hama masih sedikit.
• Lakukan penyemprotan hanya apabila serangan sudah meluas. Sedapat mungkin gunakan pestisida nabati. (Bisa membuatnya dengan mengekstrak daun sirsak serbuk biji mimba yang dicampur dengan ekstrak brotowali).
• Lakukan penyemprotan saat pagi (sebelum matahari terbit) atau sore hari. Atau bisa juga membuatnya dengan cara mengambil bahan dari rimpangnya, yang kemudian ditumbuk halus dengan dicampur air kencing sapi. Campuran ini diencerkan dengan air dengan perbandingan 1 : 2 – 6 liter. Gunakan untuk mengendalikan berbagai jenis serangga penyerang tanaman.

6. Pemanenan :
Temu-temuan merupakan tanaman semusim dengan umur rata-rata sembilan bulan. Di Jawa, temu-temuan selalu tumbuh pada awal musim penghujan, yang biasanya jatuh pada bulan Oktober. Tanaman ini sudah akan menghasilkan umbi yang bisa dipanen pada bulan Mei atau Juni. Namun, kualitas umbi yang benar-benar baik hanya bisa diperoleh dari panen umbi yang dilakukan pada bulan Juli. Ketika itu daun dan batang semu tanaman sudah mongering, ketuaan umbi juga bisa dilihat dari penampilan rimpangnya sendiri. Rimpang yang telah tua berpenampilan gemuk, padat dengan sisik-sisik yang melingkarinya telah mengering. Dari satu rumpun tanaman, akan bisa dipanen bongkahan rimpang yang bisa langsung dipecah-pecah menjadi 4-5 bagian. Para petani biasanya menyeleksi rimpang yang cukup baik untuk benih. Ciri rimpang yang baik tersebut, selain ditentukan oleh diameter dan panjang, juga tingkat ketuaan dan ada tidaknya cacat. Cara memanen :
• Lakukan pemanenan saat bagian tanaman diatas permukaan tanah tampak mengering. Umur tanaman 10 bulan bila bibit berasal dari rimpang induk, atau 2 tahun bila bibit berasal dari rimpang anakan.
• Gali tanah dengan garpu secara hati-hati.
• Bersihkan rimpang dari tanah dan kotoran kemudian cuci dengan air hingga bersih.
• Angin-anginkan rimpang hingga kering dari air.
• Simpan rimpang di tempat yang bersih dan kering. Penjemuran hasil irisan rimpang empon-empon, paling baik dilakukan di atas anyaman bambu (widig) yang ditaruh di atas rak setinggi 1 m. Ukuran widig, lebar 1,5 m. dengan panjang sekitar 6 m. Penjemuran dengan wadah demikian akan menghasilkan kualitas rimpang kering paling baik. Setiap 2-3 jam, harus dilakukan pembalikan (pengadukan), agar proses pengeringan berlangsung lebih cepat dan kualitas umbi kering lebih baik. Untuk memperoleh irisan rimpang kering dengan kadar air 15%, diperlukan waktu pengeringan sekitar tiga hari dalam cuaca terik. Namun, agar kadar air mencapai 10%, rimpang kering tersebut perlu dikeringkan lagi dengan dryer. Baik dryer dengan sumber panas matahari, kayu, minyak bakar maupun listrik. Rimpang kering ini bisa langsung dipasarkan,
2.6 Pasca panen & Prospek :
Rimpang yang telah bersih itu selanjutnya ditiriskan kemudian dikeringkan dengan cara diangin-angin. Caranya dengan menghamparkannya di atas lantai yang bersih dan teduh. Tahap berikutnya, rimpang yang masih berkulit itu diiris dengan alat perajang. Alat ini berupa tempat untuk memasukkan rimpang, pisau perajang dan wadah penampung irisan. Alat perajang ini bisa digerakkan secara manual dengan tangan, pedal sepeda (kaki) atau dengan mesin. Mesin perajang bisa bertenaga disel, bensin, dan tenaga listrik. Pilihan mesin perajang ini sangat ditentukan oleh volume rimpang temu-temuan yang akan dirajang. Semakin banyak volume temu-temuan yang akan dirajang, semakin diperlukan alat perajang yang lebih besar dengan mesin berpenggerak disel, bensin maupun listrik. Industri perajang komoditas pertanian umumnya menggunakan mesin berpenggerak listrik. Mesin portable dengan penggerak disel atau bensin, sebenarnya juga akan menjadi sangat ekonomis. Syaratnya, volume rimpang yang akan dirajang cukup besar, sementara jarak areal penanaman dengan lokasi pengolahan cukup jauh. Dalam kondisi demikian, pembersihan rimpang, pencucian dan pengeringanginan, seluruhnya dilakukan di lokasi panen. Setelah itu mesin perajang bertenaga BBM diangkut ke lokasi. Demikian pula dengan widig dan rak untuk menjemur. Di lokasi lahan inilah dilakukan perajangan rimpang. Hasil irisan langsung dijemur di lokasi.
Ada dua kualitas irisan rimpang kering. Pertama, rimpang diiris langsung tanpa dikupas. Kedua, rimpang dikupas dan dicuci baru kemudian diiris. Irisan rimpang yang dikupas ini, langsung dijemur sampai kering. Harga irisan rimpang kering kupasan, lebih tinggi dibanding dengan yang tidak dikupas. Pengupasan rimpang temu-temuan, paling tepat dilakukan dengan pisau yang terbuat dari bambu. Tujuannya, agar diperoleh kupasan yang relatif bersih, namun daging umbi tidak ikut terpotong. Sebab yang akan dibuang dari permukaan rimpang hanyalah kulit ari tipis. Pengupasan dengan pisau akan potensial membuang daging umbi cukup banyak.
Temu hitam banyak dipasarkan dalam bentuk umbi utuh yang telah besar dan tua dalam kondisi masih segar. Akhir-akhir ini, industri farmasi modern juga sudah mulai membutuhkan ekstrak rimpang temu-temuan dalam volume yang juga cukup besar. Untuk bisnis dengan skala yang besar, lebih baik memasarkan dalam bentuk simplisia, yang umum digunakan sebagai bahan obat atau industri jamu.
Cara membuat simplisia temu hitam, seperti juga jenis tanaman obat tradisional lainnya. Rimpang temu hitam yang telah dipanen, dibersihkan dan dirajang, serta dikeringkan atau dijemur secara tidak langsung. Simplisia temu hitam dilingkungan industri jamu dikenal sebagai Curcumae aeruginosae Rhizome dengan beragam kandungan didalamnya seperti minyak atsiri, zat pati, dammar, lemak, tanin dan zat warna biru.
Dilingkungan pedesaan, temu hitam banyak dimanfaatkan sebagai obat tradisional yang cukup familiar ditelinga masyarakat. Generasi pendahulu banyak memanfaatkan temu hitam sebagai jamu penambah nafsu makan untuk anak-anak. Caranya rimpang temu hitam yang telah dicuci, diparut dan diperas dalam bungkusan kain yang bersih dan steril, sehingga keluar airnya dan minum secukupnya.
Banyak masyarakat Indonesia yang memanfaatkan temu hitam sebagai obat tradisional, diantaranya sebagai obat kudis, ruam dan borok. Untuk jenis penyakit ini, biasanya digunakan dalam bentuk tapal, caranya rimpang temu hitam ditumbuk dan dicampur minyak kelapa. Banyak juga jamu temu hitam yang digunakan sebagai zat penambah darah bagi ibu yang baru melahirkan. (Widyani, 2009).

2.7 Budidaya Secara In Vitro
Temu hitam dibudidayakan dengan cara perbanyakan tanaman (tunas) melalui kultur jaringan. Tanaman temu hitam ditanam didalam botol berisi media aseptik dan diperbanyak melalui subkultur secara berkala. Secara garis besar, perbanyakan melalui subkultur plantlet ini cukup mudah (plantlet : tanaman utuh dalam kultur in vitro). Tanaman ini dapat diperbanyak dengan memisahkan anakan dari rumpun induknya. Hanya saja kesulitan yang akan ditemukan ketika melakukan aklimatisasi (memindahkan tanaman dari dalam botol ke luar). Pada beberapa spesies tanaman (temu-temuan) yang dipindahkan dari kulturin vitro menuju ex vitro, banyak yang belum mampu menghasilkan rimpang pada generasi pertama. Rimpang baru dapat diproduksi pada generasi kedua atau ketiga setelah efek dari media tanam in vitro dapat dinetralisir oleh tanaman.

BAB III
PEMBAHASAN

3.1 Analisis Usaha Budidaya
Sewa lahan: dapat menggunakan lahan atau pekarangan sendiri dan bisa juga menyewa. Perkiraan perhitungan untuk biaya produksi kisaran industri :

Harga sewa tanah 1000 m2 @Rp 200.000/100 m2 : Rp 2.000.000
Upah pengolahan lahan 2 orangx10 blnxRp 600.000 : Rp 12.000.000
Pembelian bibit induk 10 sakxRp 32.000 : Rp 320.000
Pupuk organik 10 karung @50 kg Rp 5.500 : Rp 550.000

Jumlah Total Biaya Produksi : Rp 14.870.000

3.2 Penerimaan hasil yang diperoleh
Pasaran harga: dalam keadaan normal, harga rimpang temu-temuan di tingkat petani rata-rata hanya sekitar Rp 200 sampai Rp 300/kg. Dengan mengiris dan mengeringkannya, harga rimpang temu ini bisa dikatrol naik ± Rp. 15.500/sak untuk bibit anakan. Sedangkan untuk bibit induknya ± Rp 32.000/sak. Terlebih lagi, pemasaran irisan rimpang kering ini bisa dilakukan secara bertahap jauh setelah musim panen. Hingga harganya pasti akan bagus.

3.3 Keuntungan yang akan diperoleh
Dengan penjualan simplisia kering sebagai obat secara eceran, dari 1 kg temu ireng akan diperoleh keuntungan sebesar Rp 37.000.
Dari 1000 m2 akan diperoleh 1470 kg temu ireng basah. Setelah dikeringkan akan diperoleh sekitar 181,3 kg (kadar air pada temu ireng sekitar 63%). Maka, diperoleh keuntungan sebesar Rp 6.715.000 dari seluruh hasil panennya. Apabila dilakukan pengolahan lebih lanjut, keuntungan yang diperoleh akan lebih besar lagi.

3.4 Pemasaran
Pemasaran dapat dilakukan dengan cara penggunaan jasa iklan pada media, masyarakat, talk show, serta penyuluhan mengenai khasiat dan manfaat dari temu ireng.

BAB IV
KESIMPULAN

Temu hitam dapat menjadi salah satu prospek yang menjanjikan di bidang agrobisnis karena pengembangan temu ireng ini masih jarang dilakukan oleh masyarakat di Indonesia. Selain budidayanya yang mudah, dalam bidang farmasi temu ireng banyak digunakan sebagai obat secara etnobotani di Indonesia. Keuntungannya di bidang ekonomi pun cukup menjajikan untuk melakoni bisnis ini, apalagi di zaman sekarang produk-produk herbal sudah mulai berkembang pesat dan digandrungi oleh para masyarakat.

DAFTAR PUSTAKA

Redaksi Trubus. 2010. Herbal Indonesia Berkhasiat Vol.08. Depok: PT Trubus Swadaya.Hal.464-465.
Haryanto, S. 2009. Ensiklopedi Tanaman Obat Indonesia.Yogyakarta: Pallmall.Hal.521-523.
Redaksi AgroMedia. 2008. Buku Pintar Tanaman Obat. Jakarta: Agromedia Pustaka. Hal.242.
Anonim.www.obatherbalalami.com/2011/05/temu-hitam-suburkan-kandungan.html, diakses tanggal 19 Desember 2011.
Anonim.thegreenstall.blogspot.com/2010/06/temu-ireng-dan-kajiannya.html,diakses tanggal 19 Desember 2011.
Anonim.www.smallcrab.com/others/681-tanaman-untuk-pestisida-nabati, diakses tanggal 19 Desember 2011.
http://www.iptek.net.id/ind/pd_tanobat/view.php?id=258, diakses tanggal 19 Desember 2011.
Toko Sehat Alami.http://health-beauty.dinomarket.com/ads/18054018/Jual-TEMU-IRENG-Lever-gangguan-haid-terlambat-bulan, diakses tanggal 1 Januari 2012.
Forum Kerjasama Agribisnis: Pengeringan Rimpang Empon-empon..http://foragri.blogsome.com/pengeringan-rimpang-empon-empon/
Toko Pondok Iklan.http://toko.pondokiklan.com/im4m5/43172/jual-pupuk-kandang-5500-per-karung-kompos-1800-3kg.html, diakses tanggal 1 Januari 2012.
Widyani. 2009. Budidaya dan Nilai Bisnis Temu Hitam Yang Berkhasiat, http://widyani.org/obat-tradisional/budidaya-dan-nilai-bisnis-temu-hitam-yang-berkhasiat.html, diakses tanggal 26 Desember 2011.

Tujuan
Dapat memahami pengaruh pH dan inhibitor terhadap aktivitas enzim.

Teori Dasar
Aktivitas enzim dapat dipengaruhi oleh berbagai faktor, yaitu :
pH
Suhu / Temperatur
Konsentrasi substrat
Konsentrasi enzim
Konsentrasi produk reaksi
Konsentrasi garam inorganik
Aktivator
Inhibitor
Faktor-faktor tersebut harus dikendalikan dengan sangat baik untuk menghasilkan hasil yang optimal. Enzim memiliki pH optimum yang khas, yaitu pH yang mengakibatkan aktivitas kerja enzim maksimal. pH optimum enzim dengan pH optimum lingkungan normalnya tidak perlu sama, pH optimum enzim dapat berada di atas atau di bawah pH optimum lingkungan normal. Perubahan pada pH medium lingkungan dapat mengatur aktivitas katalitik enzim di dalam sel. Konsentrasi substrat juga mempengaruhi reaksi yang dikatalisis oleh enzim, molekul substrat yang berikatan dengan bagian aktif enzim melalui mekanisme khas dan selektif dalam hubungan disebut metode kunci dan gembok (lock and key methode).

Jika konsentrasi substrat sangat sedikit, maka kecepatan reaksi pun akan lambat dan kecepatan reaksi ini akan meningkat seiring bertambahnya konsentrasi substrat dengan nilai yang semakin kecil hingga akhirnya tercapai titik batas disebut kecepatan maksimum (Vmaks). Pada keadaan ini enzim menjadi jenuh oleh substratnya dan tidak dapat berfungsi lebih cepat. Hampir semua enzim dapat dihambat (diinhibisi) oleh senyawa kimia tertentu.

Senyawa penghambat enzim juga berguna dalam metabolisme sel, contohnya beberapa obat dalam kefarmasian bekerja dengan mekanisme penghambatan enzim-enzim tertentu yang mengganggu kerja sel. Prinsip biologis utamanya adalah homeostatis, yaitu keadaan dalam tubuh yang selalu mempertahankan keadaan normalnya. Perubahan relatif kecil saja dapat mempengaruhi aktivitas banyak enzim. Adanya inhibitor non-kompetitif irreversibel dan antiseptik dapat menurunkan aktivitas enzim. Penghambat enzim dibagi berdasarkan :

Berdasarkan Sifat Kinetiknya:
Inhibitor Kompetitif
Inhibitor bersaing dengan substrat untuk terikat pada sisi aktif. Biasanya inhibitor berupa senyawa yang menyerupai substratnya, dan mengikat enzim membentuk komplek EI.

Karena terikat secara reversible, penghambatannya bias, yaitu ketika ditambah substrat maka penghambatan berkurang. Inhibitor kompetitif hanya dapat mengikat enzim bebas tetapi tidak dapat mengikat kompleks enzim substrat, contohnya sulfanilamide (strukturnya mirip PABA, inhibitor dihidropteroat sintetase), fisosstigmin (mirip asetilkolin, inhibitor asetilkolinesterase), dan asetazolamide (inhibitor enzim anhidrase asam karbonat). Mekanisme hambatan :
Inhibitor analog substrat : inhibitor memiliki struktur yang mirip dengan substrat, sehingga dapat terikat pada active site.
Steric hindrance inhibitor : inhibitor tidak terikat pada active site, teta.pi dapat menghalangi substrat terikat pada active site karena terjadi halangan sterik

Inhibitor Non-kompetitif
Inhibitor Non-kompetitif Reversible
Dapat berikatan dengan enzim bebas maupun kompleks enzim substrat, terikat pada tempat berbeda dengan pengikat substrat, dan dapat menurunkan kadar enzim yang aktif. Contohnya : Ag+,Pb2+.
Inhibitor Non-kompetitif Irreversible
Berikatan dengan enzim secara irreversible, merubah konformasi enzim (active site) sehingga enzim menjadi inaktif. Contohnya : Hg2+, Ag2+, dan Ba2+.

Berdasarkan Sifat Ikatan Enzim-Inhibitor
Inhibitor Irreversible
Suatu zat yang menghambat kerja enzim dengan cara berikatan dengan enzim tetapi bukan pada sisi aktifnya, karena inhibitor tidak memiliki kesamaan dengan struktur substrat, maka peningkatan konsentrasi substrat umumnya tidak menghilangkan inhibitor tersebut. Banyak racun yang bekerja sebagai inhibitor non-kompetitif irreversibel terhadap aktivitas enzim, antara lain ion logam berat, iodosetamida, dan zat-zat pengoksidatif. Biasanya berlangsung dalam proses destruksi atau modifikasi gugus fungsi dalam molekul enzim.

Inhibitor Reversible
Suatu senyawa yang dapat terikat dan kemudian dapat lepas kembali. Dapat ditentukan secara kuantitatif menggunakan persamaan kinetik Michaelis-Menten.

Inhibitor Unkompetitif
Terikat pada sisi selain sisi aktif enzim, inhibitor ini hanya terikat pada ES kompleks sehingga tidak terikat pada enzim bebas.

Vmax berubah, dan Km juga berubah.

Saliva adalah suatu cairan oral yang kompleks dan tidak berwarna yang terdiri atas campuran sekresi dari kelenjar ludah besar dan kecil yang ada pada mukosa oral, disebut juga kelenjar ludah atau kelenjar air liur yang diproduksi oleh submaxiliary, sublingual, dan kelenjar paratoid. Semua kelenjar ludah mempunyai fungsi untuk membantu mencerna makanan dengan mengeluarkan suatu sekret yang disebut “salivia” (ludah atau air liur). Pembentukan kelenjar ludah dimulai pada awal kehidupan fetus (4 – 12 minggu) sebagai invaginasi epitel mulut yang akan berdiferensiasi ke dalam duktus dan jaringan asinar. Saliva terdapat sebagai lapisan setebal 0,1-0,01 mm yang melapisi seluruh jaringan rongga mulut. Pengeluaran air ludah pada orang dewasa berkisar antara 0,3-0,4 ml/menit sedangkan apabila distimulasi, banyaknya air ludah normal adalah 1-2 ml/menit. Menurunnya pH air ludah (kapasitas dapar / asam) dan jumlah air ludah yang kurang menunjukkan adanya resiko terjadinya karies yang tinggi serta meningkatnya pH air ludah (basa) akan mengakibatkan pembentukan karang gigi. Ludah diproduksi secara berkala dan susunannya sangat tergantung pada umur, jenis kelamin, makanan saat itu, intensitas dan lamanya rangsangan, kondisi biologis, penyakit tertentu dan obat-obatan. Manusia memproduksi sebanyak 1000-1500 cc air ludah dalam 24 jam, yang umumnya terdiri dari 99,5% air dan 0,5 % lagi terdiri dari garam-garam , zat organik dan zat anorganik. Unsur-unsur organik yang menyusun saliva antara lain : protein, lipida, glukosa, asam amino, amoniak, vitamin, asam lemak. Unsur-unsur anorganik yang menyusun saliva antara lain : Sodium, Kalsium, Magnesium, Bikarbonat, Khloride, Rodanida dan Thiocynate (CNS) , Fosfat, Potassium. Yang memiliki konsentrasi paling tinggi dalam saliva adalah kalsium dan Natrium. Di dalam saliva terdapat enzim ptialin (salivary amylase) yang berfungsi untuk membantu pencernaan karbohidrat. Karbohidrat atau tepung (amilum) sudah mulai dipecah sebagian kecil dalam mulut menjadi disakarida maltosa dan polimer glukosa kecil lainnya. Enzim ptyalin dapat mengkatalisis hidrolisis ikatan 1,4-glikosidik dari amylose dan amilopektin menjadi sakarida yang sederhana dan dekstrin. Enzim ptyalin biasanya bekerja pada pH antara 7-7,4, enzim dapat pula mengalami perubahan bentuk bila pH bervariasi. Gugus yang bermuatan yang jauh dari daerah terikat substrat diperlukan untuk mempertahankan struktur tersier-kuartener yang aktif. Dengan perubahan muatan pada gugus ini maka protein dapat terbuka sehingga aktivitasnya berubah. Kecepatan awal suatu reaksi merupakan kecepatan yang diukur sebelum terbentuk produk yang cukup untuk memungkinkan suatu reaksi, kecepatan awal suatu reaksi yang dikatalisis enzim harus sebanding dengan konsentrasi enzim. Untuk menentukan kecepatan reaksi, sebenarnya pengaruh konsentrasi substratlah yang sangat berarti. Namun, konsentrasi substrat yang menunjukkan kecepatan maksimal aktivitas enzim akan mencerminkan jumlah enzim aktif yang ada.
Alat dan Bahan
Alat
Stopwatch
Water bath 38 ℃
Tabung reaksi
Pipet ukur 1 ml, 5 ml, dan 10 ml
Pipet tetes
Batang pengaduk
Penangas air
Botol semprot

Bahan
Larutan Buffer pH : 8; 7,4; 6,8; 6; dan 5,2
Larutan Amilum 1%
Larutan Natrium klorida (NaCl) 0,1 M
Larutan Saliva (1:9)
Larutan Iodine 0,01 M
Larutan Toluen
Larutan Merkuri klorat (HgCl2)1%
Kloroform
Larutan Phenol 2%
Natrium florida (NaF) 0,5 gr
Pereaksi Benedict
Aquadest

Prosedur Percobaan
Pengaruh pH Terhadap Aktivitas Enzim
Tabung reaksi 10 ml Larutan Buffer pH : 8; 7,4; 6,8; 6; dan 5,2

⊕ 5 ml Larutan Amilum 1%

⊕ 2 ml Larutan Natrium klorida (NaCl) 0,1 M

⊕ 2 ml Larutan Saliva (1:9)

Dimasukkan dalam water bath 38 ℃ selama 10 menit

⊕ Larutan Iodine secukupnya sedikit demi sedikit sampai terjadi perubahan warna

Perubahan diamati dan dicatat

Nb : Tabung dengan pH 8 dan 7,4 diasamkan terlebih dahulu dengan menggunakan asam asetat (CH3COOH) sedikit demi sedikit sebelum ditambahkan Larutan Iodine.
Pengaruh Inhibitor Terhadap Aktivitas Enzim
2 ml Larutan Saliva + 8 ml Aquadest

⊕ 1 ml Larutan Saliva yang telah diencerkan dimasukkan ke 6 tabung reaksi yang berbeda

Pada tabung yang terpisah :
Tabung 1 : ⊕ 5 tetes Larutan Toluen
Tabung 2 : ⊕ 5 tetes Kloroform
Tabung 3 : ⊕ 5 tetes Larutan Merkuri klorida 1%
Tabung 4 : ⊕ 5 tetes Larutan Phenol 2%
Tabung 5 : ⊕ 0,5 gr Natrium fluoride
Tabung 6 : ⊕ 5 tetes Aquadest

Diamkan pada rak tabung selama 10 menit, sesekali digojog perlahan-lahan

⊕ 5 ml Larutan amilum 1%

Dimasukkan dalam water bath 38℃ selama 15 menit

Masing-masing tabung dibagi dua bagian untuk dilakukan penambahan Larutan Iodine dan tes Benedict.

Perubahan diamati dan dicatat

Uji Kuantitatif Enzim Ptyalin
2 ml NaCl 0,1 M + 10 ml Larutan amilum 1%

Penangas air 38 ℃

⊕ Larutan Saliva (1:9), diamkan selama 30 detik (Larutan A)

8 tabung Larutan berisi 3 ml Aquadest + 3 tetes Larutan Iodine 0,01 M disiapkan

Tabung 1 : ⊕ 2 tetes larutan A

Perubahan warna diamati dan dicatat mulai dari penetesan sampai terjadi perubahan warna larutan (Titik akromik)

Tabung 2 : ⊕ 1 tetes Aquadest + 2 tetes Larutan A

Waktu dicatat hingga terjadi perubahan

Tabung 3 : ⊕ 2 tetes Aquadest + 2 tetes Larutan A

Waktunya dicatat

Pengenceran dilakukan bertahap pada Tabung 4 sampai 8 hingga terjadi perubahan, waktu yang dibutuhkan untuk tercapainya perubahan warna sama dengan 4 menit.

Jika 1 unit amylase dianggap setara dengan 10 ml Larutan amylum 1% yang mampu terdigesi pada titik akromik (4 menit). Tentukan unit amylase yang terkandung dalam sampel Larutan Saliva.

Data Pengamatan
Pengaruh pH Terhadap Aktivitas Enzim
Amilum : berwarna putih keruh ; Buffer dan NaCl : berwarna bening ; Saliva : berwarna putih keruh dan berbusa.
Larutan buffer (pH 8; 7,4; 6,8; 6; dan 5,2) + amilum 1% 5 ml + NaCl 0,1 M 2 ml + saliva (1:9) semua larutan buffer pH berbeda berubah berwarna putih keruh dan ada endapan. Setelah dimasukkan ke dalam water bath tidak ada perubahan yang terjadi.
Penambahan 1 tetes iodine :
Tabung pH 8 : larutan berwarna ungu pekat
Tabung pH 7,4 : larutan berwarna ungu pekat
Tabung pH 6,8 : larutan berwarna ungu pekat
Tabung pH 6 : larutan berwarna ungu
Tabung pH 5,2 : larutan berwarna ungu

Penambahan 25 tetes iodine :
Tabung pH 8 : larutan berwarna ungu agak pekat
Tabung pH 7,4 : larutan berwarna ungu muda
Tabung pH 6,8 : larutan berwarna ungu pekat
Tabung pH 6 : larutan berwarna ungu pekat
Tabung pH 5,2 : larutan berwarna ungu

Penambahan 30 tetes iodine :
Tabung pH 8 : larutan berwarna ungu agak pekat, ada endapan yang cukup terlihat.
Tabung pH 7,4 : larutan berwarna ungu bening, ada endapan yang terlihat jelas.
Tabung pH 6,8 : larutan berwarna ungu pekat, ada endapan yang tidak terlihat jelas.
Tabung pH 6 : larutan berwarna ungu pekat, ada endapan yang tidak terlihat jelas.
Tabung pH 5,2 : larutan berwarna ungu, ada endapan yang terlihat cukup jelas.
Pengaruh Inhibitor Terhadap Aktivitas Enzim
NaF ditimbang dahulu = 0,5180 gr, berupa serbuk putih.
Sampai sebelum dan sesudah di water bath, larutan berwarna putih agak keruh.

Penambahan Benedict : semua larutan berubah menjadi warna biru muda agak sedikit keruh.

Setelah dipanaskan pada suhu 205 ℃ :
Toluene : tidak terjadi perubahan, hanya saja larutan warnya bertambah sedikit lebih biru.
Kloroform : larutan berubah menjadi hijau, lama-lama menjadi orange bercampur biru.
Merkuri : tidak terjadi perubahan, hanya saja larutan warnya bertambah sedikit lebih biru.
Phenol : tidak terjadi perubahan, hanya saja larutan warnya bertambah sedikit lebih biru, dan terdapat sedikit endapan berwarna orange.
Fluoride : larutan berwarna biru agak sedikit hijau kekuningan.
Aquadest : tidak terjadi perubahan, hanya saja larutan warnya bertambah sedikit lebih biru.
Penambahan iodine :

Dari kiri : toluene, kloroform, merkuri klorida, phenol, fluoride, dan aquadest.

Tabung Toluene : larutan berwarna ungu bening, di atas permukaan tabung terbentuk cincin ungu, di bawah permukaan tabung ada endapan berwarna ungu kehitaman dan diatas endapan terdapat warna kuning.

Tabung Kloroform : larutan berwarna ungu kehitaman bening, ada endapan di bawah permukaan tabung berwarna ungu kehitaman dan diatasnya terdapat warna kuning.

Tabung Merkuri klorida : larutan berwarna orange pucat keruh, diatas permukaan tabung terdapat cincin berwarna ungu kehitaman, dan ada endapan di bawah permukaan tabung berwarna ungu kehitaman.

Tabung Phenol: larutan berwarna hijau kekuningan bening, ada endapan di bawah permukaan tabung berwarna ungu kehitaman, dan diatas permukaan tabung terdapat cincin berwarna hitam.

Tabung Fluorida : pada permukaan tabung terdapat cincin berwarna ungu kehitaman dan di bawah cincin larutan berwarna kuning. Pada tengah tabung permukaan larutan berwarna ungu, dan di dasar tabung larutan berwarna putih keruh.

Tabung Aquadest : larutan berwarna ungu muda keruh, diatas permukaan tabung terdapat cincin ungu kehitaman, dan ada endapan di bawah permukaan tabung berwarna ungu kehitaman.

Uji Kuantitatif Enzim Ptyalin
2 ml NaCl 0,1 M + 10 ml amilum 1% setelah di taruh pada penangas air larutan menjadi berwarna putih keruh.
Tabung 1 : waktu 2:18 larutan berwarna bening (titik akromik).
Tabung 2 : waktu 1:15
Tabung 3 : waktu 1:07
Tabung 4 : 43 detik, 3 tetes aquadest
Tabung 5 : 36 detik, 4 tetes aquadest
Tabung 6 : 34 detik, 5 tetes aquadest
Tabung 7 : 21 detik, 6 tetes aquadest
Tabung 8: 20 detik, 7 tetea aquadest
Semakin banyak aquadest di tambah, maka semakin cepat mencapai titk akromik.

Perhitungan
Dimisalkan :
4 menit ~ 1 unit amylase ~ 10 ml amilum
10:15 ~ 2,56 unit ~ 2 ml
615/240 x 1 unit = 2,56 unit
615 : dari 10:15 menit diubah semuanya menjadi satuan detik.
240 : dari 4 menit diubah semuanya menjadi satuan detik.

Pada percobaan ketiga, didapat :
Tabung 1 : 2:18
= 138/240 x 1 unit = 0,575 unit
Tabung 2 : 1:15
= 75/240 x 1 unit = 0,3125 unit
Tabung 3 : 1:07
= 67/240 x 1 unit = 0,279 unit
Tabung 4 : 43 detik
= 43/240 x 1 unit = 0,179 unit
Tabung 5 : 36 detik
= 36/240 x 1 unit = 0,15 unit
Tabung 6 : 34 detik
= 34/240 x 1unit = 0,141 unit
Tabung 7 : 21 detik
= 21/240 x 1 unit = 0,0875 unit
Tabung 8: 20 detik
= 20/240 x 1 unit = 0,083 unit
Tabung V Unit Amilase
1 138 0,575
2 75 0,3125
3 67 0,279
4 43 0,179
5 36 0,15
6 34 0,141
7 21 0,0875
8 20 0,083

Grafik ada pada lembar terpisah

Pembahasan
Pada percobaan pertama, enzim dapat bekerja pada pH tertentu. Enzim yang digunakan adalah enzim amylase yaitu enzim ptyalin. Enzim amylase bekerja pada pH 6-7, sedangkan enzim ptyalin bekerja pada pH 7-7,4 dapat menghidrolisis karbohidrat menjadi sakarida (disakarida) dan dekstrin serta dapat terus memecah sampai senyawanya sederhana di dalam proses pencernaan.
Sampel yang digunakan yaitu saliva, saliva tidak bisa bereaksi pada pH 8 atau keadaan asam karena saliva bekerja optimal pada pH 7 sehingga pada percobaan pertama tabung reaksi yang berisikan pH 8-7,4 dilakukan penambahan asam asetat untuk diasamkan agar aktivitas enzim dapat meningkat. Tetapi jika terlalu asam (terlalu banyak menambahkan asam asetat) maka enzim ptyalin tidak akan dapat bekerja.
Pada percobaan kedua dilakukan penambahan iodine untuk mengetahui kandungan karbohidrat (amilum) dengan memberikan reaksi positif warna ungu pada larutan. Fungsi ditaruh pada water bath 38℃, karena suhu tubuh normal manusia berkisar ± 37℃-38℃. Suhunya dioptimalkan agar substrat dan enzim dapat bekerja. Penambahan NaCl dilakukan berdasarkan prinsip homeostatis cairan tubuh, karena disesuaikan dengan cairan tubuh kita. Cairan tubuh kita bersifat garam, oleh karena itu dipakailah NaCl yang merupakan garam disebut juga larutan fisiologis tubuh. Jika tidak sesuai, harus ditambah NaCl lagi agar sama dengan cairan tubuh kita.
Inhibitor berpengaruh pada aktivitas kerja enzim, inhibisi dari aktivitas enzimatik oleh ion logam berat akan membentuk merkaptida dengan gugus sulfhidril (-SH) dari enzim :
E-SH + Ag+ E-S-Ag + H+
Keseimbangan yang ditetapkan tidak mengaktifkan enzim yang memerlukan suatu gugus sulfhidril untuk aktivitasnya, karena reversibilitas dari pembentukan merkaptida maka inhibisi ini dapat dihilangkan dengan pengangkatan ion logam berat. Dalam pengobatan medis keracunan timah dimanfaatkan afinitas logam terhadap gugus SH. Senyawa sulfhidril yang sesuai diberikan untuk berinteraksi dengan logam dalam sistem sirkulasi dan membentuk merkaptida yang kemudian disekresikan.

Secara struktural enzim adalah protein, sehingga sifat-sifat protein dimiliki oleh enzim, seperti termolabil, rusak oleh logam berat (Ag,Pb,Hg), dan terganggu oleh perubahan pH. Ion-ion logam berat seperti Hg2+ salah satunya dapat mengurangi aktivitas enzim. Jika ion logam berat ini berikatan dengan enzim, enzim akan mengalami denaturasi. Ion logam juga berperan penting pada struktur dan katalisis protein, lebih dari 25 % seluruh enzim mengikat kuat atau membutuhkan ion logam untuk aktifitasnya.
a. Metallo Enzim dan “Enzim diaktifkan logam”
MetalloEnzim adalah Enzim yang mengandung sejumlah ion logam ttt, yang dipertahankan selama proses pemurnian. “Enzim diaktifkan logam” yaitu, enzim yang tidak mengikat logam dengan kuat.
b. Kompleks ternary Enzim-logam-substrat
Pada penambahan iodine, phenol dan logam merkuri dapat mendeteksi karbohidrat dengan memberikan reaksi positif warna ungu pada larutan. Dibandingkan dengan fluoride, dan aquadest, phenol dan merkuri lebih terlihat banyak mengandung endapan berwarna ungu yang berarti mengandung banyak karbohidrat dibanding senyawa yang lain (fluoride dan fenol). Uji benedict dilakukan untuk menentukan gula pereduksi dengan syarat harus ada gugus aldehid dan keton bebas yang dikandung oleh karbohidrat agar dapat mereduksi Cu2+ menjadi Cu+. Jika hasilnya positif maka akan memberikan warna merah bata pada larutan tetapi jika negatif, artinya tidak mengandung gula pereduksi. Semakin encer (dengan menambahkan aquadest), maka kecepatan perubahan warna dan tercapainya titik akromik akan semakin cepat. Dalam percobaan diperoleh hasil yang menunjukkan reaksi positif untuk uji benedict pada kloroform dan phenol dengan memberikan warna merah bata, artinya di dalam larutan-larutan tersebut mengandung gula pereduksi.
H. Kesimpulan
Aktivitas enzim dapat dipengaruhi oleh berbagai faktor, yaitu : pH, suhu / temperatur, konsentrasi substrat, konsentrasi enzim, konsentrasi produk reaksi, konsentrasi garam inorganik, aktivator, dan inhibitor.
Macam-macam inhibitor yang dapat mengganggu kerja enzim :
Inhibitor Irreversible
Inhibitor Reversible
Inhibitor Kompetitif
Inhibitor Non-kompetitif
Inhibitor Unkompetitif
Enzim bekerja pada pH tertentu, pada percobaan enzim yang digunakan adalah enzim ptyalin. Hasil yang diperoleh yaitu enzim ptyalin bekerja pada pH 7,4 dan merupakan tabung pertama yang mencapai titik akromik.
Pada percobaan dilakukan juga uji Benedict untuk menguji kandungan karbohidrat pada larutan saliva.
Satu jumlah larutan yang mengandung enzim dapat menghidrolisis 5 ml larutan amilum 1% dalam waktu 30 menit hingga mencapai titik akromik.

Daftar Pustaka
Wirahadikusumah, M. 1989. Biokimia : Protein, Enzim, dan Asam nukleat. Bandung : ITB.
Poedjiadi, Anna. 1994. Dasar-dasar Biokimia. Jakarta : UI Press.
Anonima. http://agitoaldi.blogspot.com/2010/07/enzim-ii.html. diakses pada tanggal 13 Desember 2010 09:45 PM.
Anonima. http://filzahazny.wc/2009/07/20/enzim-2/.html. Diakses pada tanggal 01 Desember 09:37 PM.

KINETIKA REAKSI ENZIM

Posted: 11 Oktober 2012 in all about my task

Tujuan :
Dapat memahami kinetika reaksi enzim dan faktor-faktor yang mempengaruhi kondisi optimum suatu enzim.

Teori Dasar
Enzim merupakan protein yang mengkatalisis reaksi biokimia yang secara bersama-sama membentuk metabolisme perantara dari sel, berfungsi untuk mempercepat jalannya reaksi metabolisme di dalam tubuh tanpa mempengaruhi keseimbangan reaksi. Enzim bekerja dengan urutan yang teratur, dapat mengkatalisis ratusan reaksi bertahap yang menguraikan molekul nutrien, reaksi yang menyimpang dan mengubah energi kimiawi serta yang membuat makromolekul sel dari prekursor sederhana. Kerja enzim yaitu menurunkan energi aktivasi suatu reaksi kimia tanpa mengubah keseluruhan perubahan energi bebas reaksi atau letak kesetimbangan akhir, serta meningkatkan fraksi molekul dalam kumpulan molekul tertentu untuk lebih cepat bereaksi per satuan waktu dibandingkan dengan keadaan tanpa katalisator. Selama dalam siklus katalitik, enzim akan bergabung dengan substrat.
Salah satu sifat enzim yaitu ikut bereaksi, tetapi pada akhir reaksi akan didapatkan kembali dalam bentuk semula. Hal tersebut mengakibatkan enzim dapat dipakai kembali setelah melaksanakan aktivitasnya, sehingga tubuh kita tidak membutuhkan enzim dalam jumlah yang besar. Jumlah atau kadar enzim yang kecil tersebut menimbulkan kesulitan tersendiri bagi kita untuk mengukur kadar enzim, sehingga memerlukan teknik yang rumit. Secara klinis pengukuran kadar enzim sangat penting dilakukan. Disamping untuk mengetahui kadar suatu enzim pada seorang penderita, enzim plasma nonfungsinal dapat dijadikan sebagai pertanda adanya kerusakan organ tertentu. Pengukuran kadar enzim dapat dilakukan dengan dua cara, yaitu:
Dibandingkan dengan enzim murni.
Dilakukan dengan membandingkan enzim yang ingin diukur kadarnya dengan enzim murni yang sudah diketahui kadarnya. Kadar enzim dinyatakan dengan satuan µg. Contoh misalnya enzim murni dengan kadar 2 ug dapat mengkatalisis substrat dengan jumlah tertentu selama 10 detik. Jika memakai enzim yang ingin diukur kadarnya membutuhkan waktu 20 detik, maka kadar enzim yang bersangkutan adalah 1 ug. Pengukuran dengan cara diatas, jelas membutuhkan tersedianya enzim murni. Kenyataannya banyak enzim yang belum tersedia bentuk murninya.
Mengukur kecepatan reaksi yang dikatalisisnya.
Satuan enzim dinyatakan dalam unit, kadarnya diukur berdasarkan jumlah substrat yang bereaksi atau produk yang terbentuk per satuan waktu. Satu unit internasional disepakati sebagai jumlah enzim yang diperlukan untuk mengkatalisis pembentukan 1 µmol produk per menit pada kondisi tertentu. Pengukuran aktifitas enzim dapat pula dilakukan menggunakan alat spektrofotometer. Contoh misalnya aktifitas enzim dehidrogenase yang bergantung NAD+ diperiksa secara spektofotometris dengan mengukur perubahan absorbsinya pada 340 nm yang menyertai oksidasi atau reduksi NAD+ atau NADPH. Oksidasi NADH menjadi NAD+ terjadi disertai dengan penurunan densitas optik (OD, optical density) pada 340 nm, yang proporsional dengan jumlah NADH yang dioksidasi. Demikian pula, kalau NAD+ direduksi, OD pada 340 nm akan meningkat sebanding dengan jumlah NADH yang terbentuk. Perubahan OD pada 340 nm ini dapat dimanfaatkan bagi pemeriksaan analisis kuantitatif setiap enzim dehidrogenase yang bergantung NAD+ atau NADP+. Bagi enzim dehidrogenase yang mengatalitis oksidasi NADH oleh substratnya yang teroksidasi, kecepatan penurunan OD pada 340 nm akan berbanding lurus dengan konsentrasi enzim. Oleh karena itu, hasil pengukuran kecepatan penurunan OD pada 340 nm memungkinkan kita menyimpulkan kuantitas enzim.

Kecepatan reaksi enzimatik dapat diukur dengan mengukur jumlah substrat yang diubah atau produk yang dihasilkan per satuan waktu, dan pada suatu waktu yang sangat pendek, atau pada satu titik tertentu pada grafik diatas disebut kecepatan sesaat (instantaneus velocity). Kecepatan sesaat merupakan tangens dari garis singgung terhadap grafik pada suatu titik tertentu. Kecepatan sesaat pada waktu mendekati nol, yaitu saat grafik masih berupa garis lurus disebut kecepatan awal (Vo). Pada reaksi enzimatis, jika disebut kecepatan, umumnya yang dimaksud adalah kecepatan awal. Hal ini disebabkan karena pada keadaan awal reaksi, kita dapat mengetahui kondisi/ keadaan dengan lebih tepat. Disamping kecepatan sesaat dan Vo, juga dikenal istilah kecepatan rata-rata, yaitu perbandingan antara perubahan jumlah substrat terhadap waktu.

Faktor-faktor yang mempengaruhi kecepatan reaksi enzimatik :
1. Suhu
2. pH
3. Kadar enzim
4. Kadar substrat
5. Aktivator
6. Inhibitor
Reaksi enzimatik :

Keterangan : E : Enzim
S : Substrat
P : Produk
Reaksi enzimatik berlangsung melalui pembentukan kompleks enzim substrat (ES), bila semua enzim dalam keadaan ES (sistem jenuh oleh substrat) maka laju reaksi akan mencapai nilai maksimum (Vmaks). Kinetika enzim menginvestigasi bagaimana enzim mengikat substrat dengan mengubahnya menjadi produk. Data laju yang digunakan dalam analisa kinetika didapatkan dari asai enzim.
Aktivitas enzim akan meningkat bersamaan dengan peningkatan suhu, laju berbagai proses metabolisme akan naik sampai batasan suhu maksimal. Prinsip biologis utama adalah homeostatis, yaitu keadaan dalam tubuh yang selalu mempertahankan keadaan normalnya. Perubahan relatif kecil saja dapat mempengaruhi aktivitas banyak enzim. Adanya inhibitor non kompetitif irreversibel dan antiseptik dapat menurunkan aktivitas enzim. Kecepatan reaksi mula-mula meningkat dengan menaiknya suhu, hal ini disebabkan oleh peningkatan energi kinetik pada molekul-molekul yang bereaksi. Akan tetapi pada akhirnya energi kinetik enzim melampaui rintangan energi untuk memutuskan ikatan hidrogen dan hidrofobik yang lemah, yang mempertahankan struktur sekunder-tersiernya. Pada suhu ini terjadi denaturasi enzim menunjukkan suhu optimal. Sebagian besar enzim suhu optimalnya berada diatas suhu dimana enzim itu berada.
Ada dua metode analisis kuantitatif kinetika reaksi enzim, yaitu asas keseimbangan Michaelis-Menten dan asas teori keadaan tunak (steady state theory) Briggs-Haldone. Persamaan Michaelis-Menten merupakan persamaan kecepatan reaksi enzimatik substrat tunggal yang menyatakan hubungan kuantitatif kecepatan reaksi awal (Vo), kecepatan reaksi maksimum (Vmaks), konsentrasi substrat [S], dan konstanta Michaelis-Menten [KM].

Persamaan reaksi Michaelis-Menten :
(Km=(K2+K3))/K1

Keterangan : Vo = kecepatan reaksi awal
Vmaks = kecepatan reaksi maksimum
[S] = konsentrasi substrat
[KM] = konstanta Michaelis-Menten

Persamaan Briggs-Haldone menyatakan dimana laju reaksi pembentukan kompleks ES sama dengan laju reaksi penguraian ES menjadi P dan E yang akan menghasilkan persamaan yang sama untuk hubungan laju reaksi enzim dengan konsentrasi substrat.

Persamaan reaksi Briggs-Haldone :
(Vo=Vmax .[S])/([S]+ Km)

Persamaan Michaelis-Menten dapat diturunkan secara aljabar menjadi bentuk lain menjadi persamaan Lineweaver-Burk karena dapat menghasilkan penentuan Vmaks secara lebihtepat yang hanya dapat diduga pada pemetaan V0 terhadap [S].

Alat dan Bahan
Alat :
– Stopwatch
– Tabung reaksi
– Pengaduk gelas
– Pipet ukur 1 ml, 5 ml, dan 10 ml
– Pipet tetes
– Water bath 35℃
– Kertas saring
– Kuvet
– Spektrofotometer
– Corong kaca

Bahan :
– Larutan TCA 20 %
– Larutan Kasein 2% (b/v)
– Larutan dapar fosfat 0,1 M; pH 8,0
– Larutan NaOH 0,5 N
– Aquadest
– Reagen Folin-Ciocalteu
– Larutan tripsin ( 10 mg tripsin dalam 25 ml dapar fosfat 0,1 M; pH 8,0 )

Prosedur percobaan
Tabung t = 0 menit
Larutan buffer fosfat + tripsin

⊕ 3 ml larutan TCA 20%
diaduk
Inkubasi 30 menit dalam water bath 35℃

⊕ larutan kasein sesuai label

Diamkan 20 menit dalam air es

Di sentrifuga 10 menit

Di saring untuk di ambil supernatannya

Filtrat diperlakukan lebih lanjut menurut Metode Anson

Tabung t = 20 menit
Kasein dalam tabung reaksi yang sesuai table diinkubasi 5 menit dalam water bath 35℃
diaduk perlahan ( jangan sampai berbusa )
⊕ larutan buffer fosfat dan larutan tripsin berturut-turut

Diinkubasi tepat 20 menit dalam incubator 35℃

Dihitung setelah penambahan tripsin
Reaksi dihentikan
⊕ 3 ml TCA 20% ke dalam tabung
diaduk kuat
Didiamkan 20 menit dalam air es, untuk menyempurnakan pengendapan

Di sentrifugasi 10 menit
disaring
Diambil supernatannya

Filtrat diperlakukan lebih lanjut dengan Metode Anson

Metode Anson
2 ml TCA-Filtrat di atas + 4 ml NaOH 0,5 M

⊕ 1 ml larutan Folin-Ciocalteu ( 1 volume reagen + 1 volume aquadest hingga mengandung 1 N asam )

Didiamkan 10 menit

Serapannya ditetapkan pada 650 nm ( pengukuran harus dilakukan tepat setelah 10 menit ).
Pengolahan Data
– Absorbansi (A)
∆ A = At20-At0
∆ t = t20-t0
v= ∆ A
∆ t
s=(aliquot) x 2%
Vtot.
Grafik dibuat yang menggambarkan 1/V terhadap 1/S (grafik Lineweaver-Burk) dan tentukan nilai Vmax. dan Km.

Data Pengamatan
Tabung t = 0 menit
Buffer fosfat + tripsin + TCA 20% : Larutan tidak ada perubahan warna, tetap warna bening. Diinkubasi tidak ada perubahan+ kasein 20% : larutan berwarna bening dan terdapat endapan kasein di atas permukaan tabung. Diaduk larutan berwarna putih, endapan menyebar. air es : larutan berwarna bening dan endapan terdapat pada bawah tabung. Disentrifuga :endapan menempel di dinding tabung reaksi. Filtrat berwarna putih bening.

Tabung t = 20 menit
Kasein : berwarna putih keruh ada endapan
Tabung 1 : kasein diinkubasi tidak ada perubahan diaduk + Buffer fosfat + tripsin larutan tetap tidak berubah. diinkubasi larutan menjadi bening. + TCA 20% larutan berwarna bening. Air es larutan tetap berwarna bening tidak berubah.
Tabung 2 : kasein diinkubasi tidak ada perubahan diaduk + Buffer fosfat + tripsin larutan menjadi berwarna putih keruh dan ada endapan putih. + TCA 20% larutan menjadi bening dan terdapat sedikit endapan. Air es larutan menjadi keruh dan terdapat agak banyak endapan.
Tabung 3 : kasein diinkubasi tidak ada perubahan diaduk + Buffer fosfat + tripsindiinkubasi larutan berwarna putih keruh. + TCA 20% larutan berwarna bening dan terdapat banyak endapan. Air es larutan menjadi keruh dan terdapat agak banyak endapan.
Tabung 4 : kasein diinkubasi tidak ada perubahan diaduk + Buffer fosfat + tripsindiinkubasi larutan berwarna putih keruh. + TCA 20% larutan berwarna bening dan terdapat sedikit endapan. Air es larutan menjadi keruh dan terdapat sedikit endapan.
Tabung 5 : kasein diinkubasi tidak ada perubahan diaduk + Buffer fosfat + tripsindiinkubasi + TCA 20% larutan berwarna keruh dan terdapat banyak endapan. Air es larutan menjadi keruh dan terdapat banyak endapan .

Metode Anson
No. Tabung Tripsin (ml) Kasein (ml) Buffer fosfat (ml)
t = 0 1 0,1 5,9
t = 20 1 0,1 5,9
t = 0 1 0,5 5,5
t = 20 1 0,5 5,5
t = 0 1 1,0 5,0
t = 20 1 1,0 5,0
t = 0 1 3,0 3,0
t = 20 1 3,0 3,0
t = 0 1 5,0 1,0
t = 20 1 5,0 1,0

2 ml TCA Filtrat + NaOH larutan tidak terjadi perubahan. + 1 ml Folin-Ciocalteu larutan berwarna hijau muda bening, setelah didiamkan dispektrofotometer

t = 0
Tabung Absorbansi nm
1 0,03 ABS
2 0,07 ABS
3 0,015 ABS
4 0,374 ABS
5 0,053 ABS

t = 20
Tabung Absorbansi nm
1 0,108 ABS
2 0,207 ABS
3 0,214 ABS
4 0,158 ABS
5 0,151 ABS

Perhitungan
π=650 nm
ΔA = At20 – At0
ΔA1 = 0,108 – 0,03 = 0,078
ΔA2 = 0,207 – 0,07 = 0,137
ΔA3 = 0,214 – 0,015 = 0,199
ΔA4 = 0,158 – 0,374 = – 0,216 ; dimutlakan jadi 0,216
ΔA5 = 0,151 – 0,053 = 0,098

Δt = t20-t0
= 20-0
= 20

V = ΔA
Δt
V1 = 0,078 = 3,9 x 10-3
20
V2 = 0,137 = 6,85 x 10-3
20
V3 = 0,199 = 9,95 x 10-3
20
V4 = 0,216 = 1,08 x 10-2
20
V5 = 0,098 = 4,9 x 10-3
20

S = aliquot x 2% aliquot: bagian kecil yang diambil dari substrat.
Vtotal
S1 = 0,1 x 2% = 0,00028 = 2,857 x 10-4
7
S2 = 0,5 x 2% = 0,0014 = 1,428 x 10-3
7
S3 = 1,0 x 2% = 0,0028 = 2,857 x 10-3
7
S4 = 3,0 x 2% = 0,0085 = 8,571 x 10-3
7
S5 = 5,0 x 2% = 0,014 = 1,42 x 10-2
7
Perhitungan nilai Vmaks dan Km
Persamaan Lineweaver-Burk : y = mx + b
1/V = Km/Vmaks x 1/[S] + 1/Vmaks
Diperoleh dari persamaan grafik : y = 0,0436x + 105,24
Jadi, Vmaks :
1/Vmaks = 105,24
Vmaks = 1/105,24
Vmaks = 0,0095021 = 9,5021 x 10-3

Grafik
Di lembaran terpisah setelah kesimpulan.

Pembahasan
Dalam percobaan kinetika reaksi enzim substrat yang digunakan adalah kasein dan enzimnya adalah enzim tripsin yang terdapat pada usus dua belas jari (duodenum). Didalam usus, protein akan dihidrolisis oleh tripsin. Fungsi enzim tripsin yaitu untuk mereaksikan substrat.
Pada percobaan t = 0 dan t = 20, dilakukan penambahan buffer fosfat yang bertujuan mengaktifkan kerja enzim dan untuk mempertahankan pH, karena enzim bekerja pada pH optimum. pH optimum enzim tripsin adalah 8,0. Lalu penambahan TCA 20% untuk dapat menghentikan jalannya reaksi kerja enzim dengan cara mendenaturasi protein sehingga enzim tidak dapat bekerja lagi.
Fungsi t = 0 yaitu agar enzim tidak dapat bekerja lagi walaupun terus menerus di tambahkan substrat. Larutan-larutan substrat dan enzim yang direaksikan diinkubasi dalam water bath terlebih dahulu agar dapat bekerja pada suhu yang optimum serta enzim dapat mengkatalis substrat, tetapi jika terlalu tinggi suhunya > 40 ℃ pada water bath enzim akan menjadi rusak sehingga tidak dapat mengkatalisis. Jika terlalu rendah suhunya enzim menjadi tidak aktif, sehingga enzim tidak dapat bekerja. Biasanya suhu optimum enzim untuk bekerja adalah 30 ℃, minimalnya 0 ℃. Kemudian dimasukkan dan didiamkan pada air es untuk menurunkan kelarutan suatu larutan, sehingga akan menyebabkan terbentuknya endapan. Maka endapan yang terbentuk akan semakin besar.
Fungsi sentrifugasi yaitu untuk memisahkan partikel koloid, dalam percobaan dilakukan untuk memisahkan endapan dari campuran larutan sehingga akan didapatkan filtrat yang jernih. Sentrifugasi dilakukan berdasarkan prinsip dasar memisahkan partikel koloid dari endapan. Perbedaan t = 0 dan t = 20 yaitu :
t = 0 : dari awal kerja enzim sudah di non-aktifkan atau dihentikan.
t = 20 : enzim bekerja selama 20 menit.
Pada percobaan t = 20 dilakukan penambahan TCA 20% setelah 20 menit yang berfungsi memberhentikan reaksi kerja enzim dalam mengkatalis substrat. Enzim dan substrat sudah bekerja, enzim mengkatalisis kasein (substrat) dan diberhentikan oleh TCA. Sedangkan inkubasi dilakukan untuk mengoptimalkam kerja enzim dimana enzim dapat mengkatalisis substrat. Campuran dari filtrat yang sudah ada TCA ditambahkan NaOH bersifat basa, untuk menetralkan larutan TCA, karena TCA bersifat asam sehingga larutan sifatnya menjadi netral.
Pada metode Anson, penambahan larutan Folin-Ciocalteu dilakukan untuk mengetahui hasil absorban pada spektrofotometer dimana Folin-Ciocalteu berfungsi untuk membentuk senyawa berwarna, sehingga dapat diukur nilai absorban dalam spektrofotometer. Spektro visible digunakan untuk reaksi yang berwarna. Ukuran spektro visible biasanya 600 nm dari 380 nm – 700 nm.

Kesimpulan
Enzim merupakan protein yang mengkatalisis reaksi biokimiasecara kolektif membentuk metabolism perantara dari sel. Fungsinya adalah untuk mempercepat reaksi.
Ananlisis kuantitatif kinetika reaksi enzim dilakukan atas dua asas, yaitu asas keseimbangan Michaelis-Menten dan asas teori keadaan tunak (steady state theory) Briggs-haldone.
Persamaan reaksi Michaelis-Menten :
(Vo=Vmax .[S])/([S]+ Km)

Persamaan reaksi Briggs-Haldone :
(Km=(K2+K3))/K1

Daftar Pustaka
Anonima. http://klinikdokterhairrudin.blogspot.com/2008/10/kinetika-enzim_14.html. Diakses pada tanggal 31 Oktober 9:46 AM.
Anonima. http://filzahazny.wc/2009/07/20/enzim-2/.html. Diakses pada tanggal 01 Desember 2010 9:37 PM.
Anonima. http://lihatdarisini.blogspot.com/2009_10_01_archive.html. Diakses pada tanggal 12 Desember 2010 9:14 PM.
Wirahadikusumah, M. 1989. Biokimia : Protein, Enzim, dan Asam nukleat. Bandung : ITB.
Poedjiadi, Anna. 1994. Dasar-dasar Biokimia. Jakarta : UI Press.
Murrey, Robert K. 2002. Biokimia, Jakarta : Harper Ecg.
Winarno, F.G. 1992. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta : PT. Gramedia Pustaka.

A. Tujuan
Dapat melakukan inokulasi dan peremajaan biakan secara goresan maupun tusukan dengan baik pada media padat maupun cair dengan teknik kerja aseptis.
B. Teori Dasar
Inokulasi adalah menanam inokula secara aseptik ke dalam media steril baik pada media padat maupun media cair. Inokula adalah bahan yang mengandung mikroba baik dalam keadaan cair maupun padat. Tujuan inokulasi adalah untuk memurnikan, mengidentifikasi, meremajakan, dan menyimpan mikroba.
Biakan murni dilakukan untuk keperluan diagnostik, karakterisasi mikroorganisme, industri farmasi dan kegiatan lain yang berkaitan dengan mikroorganisme. Nutrisi dan lingkungan yang menunjang pertumbuhan mikroorganisme serta suatu teknik kerja aseptis yang dapat mencegah adanya kontaminan dalam biakan diperlukan untuk mendapatkan kultur yang murni. Untuk meningkatkan keberhasilan inokulasi mikroba diperlukan beberapa media yaitu media tumbuh,peralatan,dan metode inokulasi.
Media Tumbuh
Media ini merupakan media yang dipersiapkan untuk digunakan menumbuhkan mikroba. Komposisi media tumbuh disesuaikan dengan mikroba yang akan ditumbuhkan. Berdasarkan bentuknya, media tumbuh dapat dibagi menjadi cair (broth) dan media padat (agar). Perbedaan dari kedua media ini yaitu penambahan tepung adalah untuk memadatkan media. Sedangkan media padat dibagi menjadi tiga macam, yaitu media agar tegak (deep agar), agar miring (slants agar), dan lempeng agar (plate agar).
Peralatan
Peralatan utama yang diperlukan dalam melaksanakan inokulasi dan peremajaan biakan dalam media padat dan media cair ini adalah peralatan sterilisasi, inokulasi, dan inkubasi. Peralatan sterilisasi meliputi oven, alkohol, dan Bunsen. Macam-macam peralatan inokulasi adalah jarum ose, swab stick, blend glass, tabung reaksi, dan cawan petri. Peralatan inkubasi adalah inkubator.
Metode Inokulasi
Metode-metode yang dilakukan saat inokulasi adalah media cair dan media padat.
Media Cair
Pada media cair prinsip utama dalam menginokulasikan mikroba atau biakan adalah menumbuhkan mikroba tersebut dan mengamati pola pertumbuhannya.
Media Padat
Pada media padat prinsip utama dalam menginokulasikan mikroba atau biakan adalah menumbuhkan mikroba yang sudah ditentukan dalam praktikum dan mengamati karakteristik morfologisnya. Inokulasi pada media padat dilakukan dengan teknik agar miring, teknik agar tegak, dan teknik lempeng agar.

Inokulasi mikroba dengan teknik lempeng agar dapat dilakukan dengan beberapa metode, yaitu :
Metode Gores (Streak plate)
Teknik ini lebih menguntungkan jika ditinjau dari sudut ekonomi dan waktu, tetapi memerlukan keterampilan-keterampilan yang di peroleh dengan latihan. Penggoresan yang sempurna akan menghasilkan koloni yang terpisah. Inokulum digoreskan di permukaan media agar nutrien dalam cawan petri dengan jarum pindah (lup inokulasi). Di antara garis-garis goresan akan terdapat sel-sel yang cukup terpisah sehingga dapat tumbuh menjadi koloni.
Cara penggarisan ini di lakukan pada medium pembiakan padat bentuk lempeng. Bila di lakukan dengan baik teknik inilah yang paling praktis. Dalam pengerjaannya terkadang berbeda pada masing-masing laboratorium tapi tujuannya sama yaitu untuk membuat goresan sebanyak mungkin pada lempeng medium pembiakan.Ada beberapa teknik dalam metode goresan, yakni :
a. Goresan seperti huruf T
b. Goresan kuadran
c. Goresan Radian
d. Goresan Sinambung
Metode Gores ini termasuk kedalam media plat agar dan media miring.

Metode Tuang (Pour plate)
Isolasi menggunakan media cair dengan cara pengenceran untuk penurunan jumlah mikroorganisme sehingga pada suatu saat hanya ditemukan satu sel di dalam tabung.
Metode Tusuk

Metode Tusuk ini yaitu dengan cara meneteskan atau menusukan ujung jarum ose yang didalamnya terdapat inokolum, kemudian dimasukkan ke dalam media. Metode Tusuk ini termasuk kedalam media agar tegak dan media cair.

Metode Sebar (Spread plate)

Pada Metode Sebar ini dapat dilakukan dengan cara pemipetan (pipetting method), dan cara hapus (swab method). Sebelum diinokulasi, sumber mikroba diencerkan (dilution) terlebih dahulu agar populasinya tidak terlalu padat. Apabila tidak dilakukan pengenceran, maka populasi mikroba yang tumbuh pada media tumbuh menjadi terlalu padat sehingga akan sulit untuk mengidentifikasinya. Setelah diinokulasi, mikroba yang diinokulasi dengan benar akan tumbuh baik. Sumber mikroba yang masih padat dapat dilakukan inokulasi kembali, sehingga mikroba dapat diidentifikasi dengan tepat. Identifikasi dapat dilakukan secara langsung atau menggunakan buku panduan.

Teknik aseptis sangat diperlukan pada saat memindahkan biakan dari satu tempat ke tempat lainnya. Penggunaan teknik aseptis mencegah terjadinya kontaminasi dengan biakan yang mungkin bersifat patogen. Teknik kerja aseptis, teknik dekontaminasi, serta penyelesaian pekerjaan secara cepat dan efisien perlu dipahami untuk menunjang pekerjaan yang berkaitan dengan mikroorganisme. Semua pekerjaan yang dilakukan pada praktikum inokulasi dan peremajaan biakan dalam media padat dan cair dilakukan berdasarkan prosedur teknik aseptis. Teknik aseptis atau steril adalah suatu sistem cara bekerja yang menjaga sterilitas ketika menangani pengkulturan mikroorganisme untuk mencegah kontaminasi terhadap kultur mikroorganisme yang diinginkan. Dasar digunakannya teknik aseptik adalah adanya banyak partikel debu yang mengandung mikroorganisme (bakteri atau spora) yang mungkin dapat masuk ke dalam cawan, mulut erlenmeyer, atau mengendap di area kerja.
Aturan prosedur secara umum pada teknik aseptis adalah mencuci tangan dahulu dengan sabun sebelum dan sesudah bekerja, gunakan masker dan sarung tangan, semprotkan alkohol pada sarung tangan, meja kerja sebaiknya jauh dari sesuatu yang dapat menciptakan aliran, usap meja kerja dengan alkohol atau antiseptik , semua peralatan yang digunakan harus steril, atur peralatan di meja kerja sedemikian rupa sehingga meminimalisir pergerakan tangan, menyalakan bunsen, membakar mulut atau bagian tepi dari suatu alat (flambir), telah siap dengan segala peralatan dan bahan yang dibutuhkan.
Komposisi kandungan dari Nutrien Agar adalah ekstrak daging 10 gram, pepton 10 gram, NaCl 5 gram, aquades 1000 ml, dan 15 gram agar/L. Komposisi kandungan dari Nutrien Broth sama tetapi tidak ditambahkan agar sehingga dapat mudah larut dalam aquades. Pada perpindahan bakteri pada media NA ataupun NB harus dilakukan flambir dulu alasan dilakukan flambir itu yaitu agar pada media tersebut tidak terkontaminasi dengan bakteri lain.
C. Alat dan Bahan
Alat
Cawan petri steril
Tabung Reaksi steril
Rak tabung reaksi
Pipet agar 20 ml steril
Pipet ukur 5 ml dan 10 ml steril
Pinset
Jarum ose bundar dan lurus
Bunsen
Papan pembentuk agar miring
Inkubator 37 ℃
Bahan
– Media nutrien agar cair bersuhu 50 ℃
– Media nutrient broth
– Biakan bakteri : Staphylococcus aureus
Pseudomonas aeruginosa
Bacillus subtilis
Escherichia coli
D. Prosedur Kerja
Pembuatan plat agar, agar miring, agar tegak, dan media cair dalam tabung :
– Bunsen dinyalakan, nyala api diatur hingga berwarna biru. Dibiarkan menyala selama 10 menit.
– Tabung reaksi steril disiapkan dan diletakkan pada rak tabung reaksi.
– Cawan steril diletakkan diantara dua api Bunsen.

A. Pembuatan plat agar
– 20 ml media cair nutrien agar 50 ℃ dipipet.
– Dimasukkan cawan petri steril.
– Dibiarkan memadat.

B. Pembuatan agar miring
– 5 ml media cair nutrien agar 50 ℃ dipipet.
– Tabung reaksi steril, diletakkan miring pada papan miring.
– Dibiarkan memadat.

C. Pembuatan agar tegak
– 10 ml media cair nutrien agar 50 ℃ dipipet.
– Tabung reaksi steril, diletakkan tegak pada rak tabung.
– Dibiarkan memadat.

D. Pembuatan media cair dalam tabung
– 10 ml media nutrien broth bersuhu kamar dipipet
– Tabung reaksi steril

Teknik inokulasi pada plat agar, agar miring, agar tegak, dan media cair :
a. Inokulasi plat agar
– 4 area plat agar dibuat menggunakan spidol dipermukaan luar cawan petri bagian alas.
– Inokula dengan jarum ose bundar.
– Bakteri diinokulasikan ke setiap bagian plat agar digoreskan rapat.

b. Inokulasi agar miring
– Inokula diambil dengan jarum ose bundar.
– Bakteri diinokulasikan pada media, digores rapat secara zig-zag dari bawah sampai atas media agar miring.

c. Inokulasi agar tegak
– Inokula diambil dengan jarum ose lurus.
– Bakteri diinokulasikan pada media, dengan cara jarum ose ditusuk tepat pada poros tengah tabung sampai mendekati dasar tabung.
– Ditarik perlahan.

d. Inokulasi media cair
– Bakteri diinokulasi pada media cair dengan pipet Pasteur.
– Bakteri yang diinokula dari agar miring diambil dengan jarum ose bundar.
– Disuspensikan pada nutrien broth.

Inokulasikan semua media yang sudah diinokulasi ke dalam inkubator 37 ℃; waktu 24 jam.

E. Data Pengamatan
Inokulasi pada Plat Agar :

Jenis biakan bakteri Hasil inokulasi dengan goresan
Bacillus subtilis Tidak ada bakteri.
Staphylococcus aureus Posisi bakteri zig-zag tidak teratur, dan sangat banyak.
Escherichia coli Posisi bakteri zig-zag di seluruh permukaan, dan sangat banyak.
Pseudomonas aeruginosa Posisi bakteri di seluruh permukaan menjulur ke dalam, di pinggir tidak ada.

Inokulasi pada Agar Miring :

Jenis biakan bakteri Hasil ditambah nutrien
Bacillus subtilis Posisi bakteri diatas permukaan dan agar berwarna kuning.
Staphylococcus aureus Posisi bakteri diatas permukaan agar-agar membentuk zig-zag berwarna putih&agar berwarna putih kekuningan.
Escherichia coli Posisi bakteri diatas permukaan agar-agar dan pada dinding tabung.

Inokulasi pada Agar Tegak :
Jenis biakan bakteri Hasil ditambah nutrien
Bacillus subtilis Bakteri diatas permukaan, panjang melintang, dan warna agar kuning.
Staphylococcus aureus Bakteri diatas permukaan, panjang melintang, dan warna agar kuning.
Escherichia coli Bakteri di atas permukaan agar panjang melintang.

Inokulasi pada Media Cair :

Jenis biakan bakteri Hasil inokulasi
Bacillus subtilis Posisi bakteri melayang menggumpal di atas permukaan, warna larutan bening.
Staphylococcus aureus Posisi bakteri tersebar (serabut putih), warna larutan bening.
Escherichia coli Posisi bakteri di bawah permukaan (putih menggumpal), warna larutan putih keruh.

Waktu inokulasi pada tanggal 19 Oktober 2010 10:00 AM.
Waktu pengamatan hari Kamis, 21 Oktober 2010 10:05 AM.

Warna media sebelum diinokulasi tidak ada perubahan, setelah diinokulasi masih tidak ada perubahan. Tetapi setelah diinkubator warna bakteri pada cawan petri dan tabung reaksi ada perubahan :
– Pada media plat agar bakteri S.aureus terlihat jelas bentuk tumbuhnya zig-zag sesuai dengan awal mula dibiakan dengan metode gores zig-zag, dan medianya berwarna lebih tua dari sebelum diinkubator. Sedangkan di tabung reaksi pada media agar tegak, S.aureus dengan menggunakan metode tusuk terlihat bakteri tumbuh sesuai dengan posisi awal pada saat ditusuk, warna media pun menjadi kuning keruh. Pada media agar miring S.aureus tumbuh dengan pola zig-zag pula sesuai dengan metode gores zig-zag dan warna medianya tidak berubah tetap berwarna kuning. Dalam media cair S.aureus tumbuh di bawah tabung reaksi dan di permukaan tabung, warna medianya menjadi kuning bening. Maka S.aureus ini merupakan bakteri aerob fakultatif.

- Pada media plat agar bakteri B.subtilis tidak terlihat adanya bakteri yang tumbuh pada media, warna media pun tidak berubah. Dalam media agar tegak bakteri B.subtilis yang dibiakan dengan menggunakan metode tusuk, tumbuh di atas permukaan tabung karena bakteri B.subtilis bersifat aerob. Sedangkan dalam agar miring B.subtilis bakteri terlihat tumbuh di permukaan miring tersebut, tetapi posisi tumbuh bakteri tidak sesuai dengan metode gores zig-zag yang dilakukan. Pada media cair B.subtilis tumbuh menggumpal diatas permukaan tabung, dan warna media berubah menjadi agak bening.

- Pada media plat agar bakteri E.coli terlihat jelas bentuk tumbuhnya dengan menggunakan metode zig-zag yang sangat teratur sesuai dengan awal mula dibiakan dan warna media menjadi kuning bening. Dalam media agar tegak bakteri E.coli tumbuh baik dengan menggunakan metode tusuk,terlihat bakteri tumbuh sesuai dengan posisi awal pada saat ditusuk, warna media pun menjadi kuning keruh,sedangkan dengan media agar miring bakteri E.coli tumbuh tidak rapih ketika melakukan metode gores secara zig-zag, warna media menjadi putih keruh. Pada media cair bakteri E.coli tidak terlihat tumbuh, tetapi warna media berwarna putih keruh, sehingga bakteri E.coli bersifat aerob fakultatif.

- Pada media plat agar bakteri P.aeruginosa terlihat kurang jelas, bentuk tumbuhnya zig-zag sesuai dengan awal mula dibiakan dengan metode gores zig-zag, dan medianya berwarna putih bening.

F. Pembahasan
Bakteri memiliki beberapa bentuk yaitu bacil (batang), coccus (bulat), dan spirilum atau spiral. Bakteri yang berbentuk batang maupun coccus dibagi menjadi beberapa macam. Pada bentuk basil pembagiannya yaitu basil tunggal, diplobasil, dan tripobasil. Coccus dibagi monococcus (satu buah bakteri berbentuk kotak), diplococcus, sampai staphylococcus (bentuknya mirip buah anggur). Khusus pada spiral hanya dibagi 2 yaitu, setengah melengkung dan tidak melengkung.
Bakteri juga dapat dibedakan melalui teknik pewarnaan gram. Teknik pewarnaan gram tersebut dapat menghasilkan warna merah dan ungu. Bakteri gram positif berwarna ungu dan bakteri negatif berwarna merah.
Tipe-tipe biakan bakteri yaitu :
Staphylococcus aereus
Pada pewarnaan gram diketahui berwarna ungu sehingga termasuk bakteri gram positif. Bakteri ini berbentuk basil, koloninya tersusun berjajar seperti rantai memanjang. Jenis ini memiliki endospora yang terletak pada sentral. Staphylacoccus aereus adalah gram positif yang berbentuk coccus atau lingkaran seperti sterik dengan diameter sel mencapai 1 µm, dan koloninya seperti buah anggur. Perananya adalah dapat menghasilkan racun sebagai penyebab sindrom trauma yang diderita oleh pria, wanita dan anak-anak. Sindrom racun trauma tersebut berupa kejang, pingsan, turunannya tekanan darah. Bakteri ini bersifat aerob fakultatif. Bakteri ini biasanya terdapat pada saluran pernapasan atas dan kulit. Staphylococcus aereus juga menghasilkan katalase yaitu yang menkonversi H2O2 menjadi H2O dan O2, dan koagulase, enzim yang menyebabkan fibrin berkoagulasi dan menggumpal. Habitat bakteri ini pada manusia didaerah, kulit, hidung, mulut dan usus besar.

Gambar mikroskopik dari bakteri Staphylococcus aereus :

Bacillus subtilis
Bacillus subtilis merupakan bakteri yang berbentuk batang yang gram positif bersifat aerob. Bakteri ini tersusun atas peptidoglikan, yang merupakan polimer dari gula dan asam amino. Peptidoglikan yang yang ditemukan di bakteri dikenal sebagai murein. Sel membentuk tembok penghalang antara lingkungan dan bakteri sel yang berguna untuk mempertahankan bentuk sel dan withstanding sel yang tinggi internal tekanan turgor. Habitat endospora bakteri ini adalah tanah, mikroba tersebut dalam bentuk spora yang kekurangan nutrisi. Organisme ini dapat menghasilkan antibiotik, contohnya polymyxin, difficidin, subtilin, dan mycobacillin. Banyak dari mikroba Bacillus dapat menurunkan Polimer seperti protein, pati, dan pektin. Sehingga bakteri ini merupakan penyumbang penting kepada siklus karbon dan nitrogen, akan tetapi apabila terkontaminasi dapat menyebabkan pembusukan. Berdasarkan pewarnaan sel vegetatif didapatkan warna kemerahan dan warna endosporanya adalah hijau.
Gambar mikroskopik dari bakteri Bacillus subtilis :

Pseudomonas aeruginosa
Pseudomonas aeruginosa adalah bakteri gram negatif aerob obligat, berkapsul, mempunyai flagella polar, berukuran sekitar 0,5-1,0 µm. Bakteri ini tidak menghasilkan spora dan tidak dapat menfermentasikan karbohidrat. Pada uji biokimia, bakteri ini menghasilkan hasil negatif pada uji Merah Metil, dan Voges-Proskauer. Bakteri ini secara luas dapat ditemukan di lingkungan alam, contohnya di tanah, air, tanaman, dan hewan. P. aeruginosa adalah patogen oportunistik. Bakteri ini merupakan penyebab utama infeksi pneumonia nosokomial. Meskipun begitu, bakteri ini dapat berkolonisasi pada manusia normal tanpa menyebabkan penyakit.
Ketika bakteri ini ditumbuhkan pada media yang sesuai, bakteri ini akan menghasilkan pigmen nonfluoresen berwarna kebiruan, piosianin. Beberapa strain Pseudomonas juga mampu menghasilkan pigmen fluoresen berwarna hijau, yaitu pioverdin. Pseudomonas aeruginosa memproduksi katalase, oksidase, dan amonia dari arginin. Bakteri ini dapat menggunakan sitrat sebagai sumber karbonnya.
Gambar mikroskopik dari bakteri Pseudomonas aeruginosa :

Escherichia coli
Escherichia coli atau biasa disingkat E. coli, adalah salah satu jenis spesies utama bakteri gram negatif. Pada umumnya, bakteri yang ditemukan oleh Theodor Escherich ini hidup pada tinja, dan dapat menyebabkan masalah kesehatan pada manusia seperti diare, muntaber, dan masalah pencernaan lainnya. E. coli banyak digunakan dalam teknologi rekayasa genetika, biasa digunakan sebagai vektor untuk menyisipkan gen-gen tertentu yang diinginkan untuk dikembangkan. E. coli dipilih karena pertumbuhannya sangat cepat dan mudah dalam penanganannya.
Pada percobaan yang dilakukan tidak ada bakteri lain yang tercampur pada masing-masing media, karena percobaan dilakukan berdasarkan teknik aseptis agar mendapatkan hasil yang baik dan sesuai dengan yang diinginkan.

Gambar mikroskopik dari bakteri Escherichia coli :

Perbandingan bakteri dalam beberapa media diperoleh berdasarkan permukaan luas, volume media, dan metode inokulasi yang baik. Pada media plat agar hampir semua bakteri memiliki permukaan luas yang sama dan jumlah yang banyak, kecuali pada bakteri Basilus subtilis dan Escherichia coli. Karena pada B.subtilis tidak terlihat bakteri yang tumbuh dalam media, sedangkan pada E.coli permukaan luasnya hanya pada tengah cawan petri saja, hal ini dikarenakan melakukan metode inokulasinya tidak baik sehingga bakteri tidak merata.
Dalam tabung reaksi pada media agar tegak dengan menggunakan metode tusuk, semua bakteri tumbuh banyak sesuai dengan pola metode tusuk kecuali bakteri B.subtilis. B.subtilis tumbuhnya tidak terlihat, tetapi muncul sedikit bakteri diatas permukaan hal ini terjadi karena B.subtilis bersifat aerob, yaitu bakteri yang memerlukan oksigen untuk tumbuh. Pada media agar miring dengan menggunkan metode gores secara zig-zag semua bakteri tumbuh sesuai dengan pola metode gores secara zig-zag kecuali B.subtilis. Hal ini terjadi karena pada saat menggoreskan bakteri pada media, metode inokulasi yang dilakukan tidak baik sehingga hasil yang didapat tidak sesuai.

G. Kesimpulan
Inokulasi adalah menanam inokula secara aseptik ke dalam media steril baik pada media padat maupun media cair. Sedangkan inokula merupakan bahan yang mengandung mikroba baik dalam keadaan cair maupun padat. Tujuan inokulasi yaitu, untuk memurnikan, mengidentifikasi, meremajakan, dan menyimpan mikroba.
Media yang digunakan dalam inokulasi adalah media plat agar, media agar miring, media agar tegak, dan media cair dalam tabung.
Metode-metode inokulasi mikroba yang digunakan yaitu, metode gores, metode tusuk, dan metode sebar.
Berdasarkan kebutuhan oksigen pada bakteri dibagi menjadi aerob, anaerob aerob fakultatif, dan mikroaerofilik. Sedangkan berdasarkan bentuknya bakteri ada tiga macam yaitu, bacil (batang), coccus (bulat), dan spiral. Bakteri-bakteri yang digunakan yaitu Staphylococcus aureus, Bacilus subtilis, Pseudomonas aeruginosa, dan Escherichia coli.

H. Daftar Pustaka
Dwidjoseputro, D. 1994. Dasar-Dasar Mikrobiologi. Djambatan, Jakarta.
Hadioetomo, R.S. 1993. Mikrobiologi Dasar Dalam Praktek. Gramedia, Jakarta.
Suriawiria, U. 2005. Mikrobiologi Dasar. Papas Sinar Sinanti, Jakarta.
Volk , W. A & Wheeler. M. F. 1993. Mikrobiologi Dasar Jilid 1 Edisi ke 5. Erlangga.
Donacki, Nanci. 2004. Aseptic techniques used by Cell Culture specialists in handling products from and/or mammalian cells. http://protocol-online.org.
James, Daniel E., 2008. Nine Safe Practices for the Microbiology Laboratory Carolina Biological Supply, Burlington, NC.John C. Schof ield, B.V.Sc., M.R.C.V.S. Essode-entials for Animal Research:A Primer for Research Personnel : Principles of Aseptic Technique. http://www.unmc.edu/Education.
Suhardi, S.H., Koesnandar, D. K. Indriani, H. Arnaldo. 2008. Biosafety : Pedoman Keselamatan Kerja di Laboratorium Mikrobiologi dan Rumah Sakit. PT. Multazam Mitra Prima.

Lokomotor berasal dari kata loko “gerak”, dan motor “penggerak”. Jadi, lokomotor adalah gerak yang dilakukan oleh penggerak sedangkan sistem lokomosi adalah cara kerja gerak yang dilakukan oleh penggerak. Organ-organ yang terlibat dalam lokomotor :
1. Tulang
Pada manusia jumlah tulang terdapat sekitar 206 yang semakin dewasa akan semakin banyak, terdiri dari tulang kepala, tulang muka, tulang telinga dalam, tulang lidah, tulang pembentuk kerangka dada, pembentuk tulang belakang dan gelang pinggul, tulang lengan, dan tulang kaki. Tulang tersusun atas sel, matriks protein, dan deposit mineral. Sel-sel pembangun tulang ada tiga, yaitu :
– Osteoblast (sel pembentuk tulang).
Tulang baru dibentuk oleh osteoblas yang membentuk osteoid dan mineral pada matriks tulang, bila proses ini selesai osteoblas menjadi osteosit dan terperangkap dalam matriks tulang yang mengandung mineral. Berfungsi untuk mendukung pertumbuhan dan berkembang.
– Osteosit, berfungsi memelihara konten mineral dan elemen organik tulang.
– Osteoklas (sel pemangsa)
Menyerap tulang selama pertumbuhan dan perbaikan. Penyerapan tulang dengan cara mengeluarkan asam laktat dan kolagenase, menghancurkan mineral dan merusak kolagen. Osteon merupakan unit fungsional mikroskopis tulang dewasa. Bagian luar tulang diselimuti oleh membran fibrus padat disebut periosteum. Tulang berfungsi sebagai pemberi bentuk tubuh, alat gerak, melindungi organ-organ tubuh, dan sebagai tempat pembuatan sel-sel darah terutama sel darah merah.

2. Otot
Merupakan suatu organ yang memungkinkan tubuh dapat bergerak, gerak sel terjadi karena sitoplasma merubah bentuk. Sitoplasma adalah benang-benang halus yang panjang disebut miofibril. Bagian-bagian otot yaitu, kepala otot(muskulus kaput), empal otot (muskulus venter), dan ekor otot (muskulus kaudal). Kepala dan ekor otot merupakan jaringan ikat kuat (tendon), yaitu tempat melekatnya otot pada tulang. Sel otot dibagi tiga golongan, yaitu :
a. Otot motoritas (otot serat lintang/otit kerangka), terdapat protoplasma yang memiliki garis-garis melintang. Otot ini dapat bergerak sesuai kemauan kita, pergerakannya cepat tetapi lekas lelah, dan rangsangan dialirkan melalui saraf motoris.
b. Otot otonom (otot polos), memiliki protoplasma licin dan tidak memiliki garis-garis melintang. Otot-otot ini terdapat pada ventrikulus, usus, kandung kemih, pembuluh darah, dll. Dapat bekerja sesuai kemauan kita (otot tak sadar) karena rangsangannya melalui saraf otonom.
c. Otot jantung, bentuknya menyerupai otot motoritas karena sel protoplasmanya terdapat serabut-serabut melintang yang bercabang. Fungsinya sama seperti otot polos dapat bergerak sendiri secara otomatis karena mendapat rangsangan dari susunan otonom.

3. Saraf
Merupakan penghantar informasi, koordinasi dan pengaturan untuk mengontrol dan mengintegrasikan aktivitas tubuh. Fungsinya adalah menerima stimulus dari lingkungan, mengubah stimulus menjadi impuls, dan sebagai tempat berlangsungnya semua proses keiwaan dan psikis. Ada tiga bagian utama saraf, yaitu :
a. Badan sel, mengandung inti sel, sitoplasma, organel-organel, badan Nissl, dan neurofibril. Merupakan pusat untuk mengatur kegiatan sel.
b. Dendrit, merupakan cabang-cabang perpanjangan dari sitoplasma ke badan sel. Di dalamnya terdapat badan Nissl dan mitokondria. Fungsi dendrite adalah menghantarkan impuls menuju badan sel.
c. Akson, menghantarkan impuls dari badan sel ke neuron/jaringan lain.

4. Darah atau Pembuluh
Darah merupakan suatu jaringan tubuh yang terdapat di dalam pembuluh darah yang berwarna merah beredar di dalam tubuh karena adanya kerja jantung. Fungsi darah sebagai alat pengangkut, pertahanan tubuh, dan menyebarkan panas ke seluruh tubuh. Darah teriri dari 2 bagian, yaitu sel-sel darah (sel darah merah (eritrosit), sel darah putih (leukosit), dan keeping darah (trombosit)), dan plasma darah. Ada dua macam pembuluh darah, yaitu :
1. Pembuluh arteri
Adalah pembuluh darah yang keluar dari jantung membawa darah ke seluruh bagian dan alat tubuh. Arteri yang paling besar yaitu yang keluar dari ventrikel sinistra disebut aorta dan arteri pulmonalis, arteri memiliki dinding yang kuat dan tebal bersifat elastis.
2. Pembuluh vena
Adalah pembuluh darah yang membawa darah dari bagian/alat-alat tubuh masuk ke dalam jantung. Bentuk dan susunan vena sama dengan arteri, vena yang ukurannya besar yaitu vena kava dan vena pulmonalis. Cabang vena yang lebih kecil disebut venolus yang selanjutnya menjadi kapiler.

My tears run down like razorblades
And no, I’m not the one to blame
It’s you ‘ or is it me?
And all the words we never say
Come out and now we’re all ashamed
And there’s no sense in playing games
When you’ve done all you can do

But now it’s over, it’s over, why is it over?
We had the chance to make it
Now it’s over, it’s over, it can’t be over
I wish that I could take it back
But it’s over

I lose myself in all these fights
I lose my sense of wrong and right
I cry, I cry
It’s shaking from the pain that’s in my head
I just wanna crawl into my bed
And throw away the life I led
But I won’t let it die, but I won’t let it die

But now it’s over, it’s over, why is it over?
We had the chance to make it
Now it’s over, it’s over, it can’t be over
I wish that I could take it back

I’m falling apart, I’m falling apart
Don’t say this won’t last forever
You’re breaking my heart, you’re breaking my heart
Don’t tell me that we will never be together
We could be, over and over
We could be, forever

I’m falling apart, I’m falling apart
Don’t say this won’t last forever
You’re breaking my heart, you’re breaking my heart
Don’t tell me that we will never be together
We could be, over and over
We could be, forever

It’s not over, it’s not over, it’s never over
Unless you let it take you
It’s not over, it’s not over, it’s not over
Unless you let it break you
It’s not over

UJI IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT

Posted: 19 November 2010 in all about my task

A. Tujuan
 Memahami metode identifikasi karbohidrat.
B. Teori Dasar
Karbohidrat adalah polihidroksi aldehida atau keton dengan rumus empirik (CH2O)n, dapat diubah menjadi aldehida dan keton dengan cara hidrolisis, disusun oleh dua sampai delapan monosakarida yang dirujuk sebagai oligosakarida. Karbohidrat tersebar luas baik dalam jaringan hewan maupun jaringan tumbuh-tumbuhan. Dalam tumbuh-tumbuhan, karbohidrat dihasilkan oleh fotosintesis dan mencakup selulosa serta pati. Pada jaringan hewan, karbohidrat berbentuk glukosa dan glikogen. Fungsi karbohidrat yaitu, untuk sumber energi, pemanis pada makanan, penghemat protein, pengatur metabolisme lemak, penawar racun, baik untuk yang terkena konstipasi (sembelit), dan masih banyak lagi manfaat-manfaat yang lainnya.
Pada umumnya karbohidrat merupakan zat padat berwarna putih yang sukar larut dalam pelarut organik tetapi larut dalam air (kecuali beberapa polisakarida). Karbohidrat dibagi dalam tiga golongan yaitu :
1. Monosakarida; adalah karbohidrat yang tidak dapat dihidrolisis menjadi bentuk yang lebih sederhana lagi, dapat dibedakan berdasarkan banyaknya atom C pada molekulnya, dan gugus aldehid atau keton yang dikandung berubah menjadi aldosa dan ketosa. Monosakarida merupakan gula sederhana yang memiliki satu atom karbon asimetrik, contoh : glukosa, galaktosa, fruktosa, manosa, dan ribosa.
2. Oligosakarida; adalah karbohidrat yang tersusun dari dua sampai sepuluh molekul monosakarida yang digabungkan oleh ikatan kovalen. Biasanya dikenal dengan disakarida, contoh : maltosa, laktosa, dan sukrosa.
3. Polisakarida; adalah karbohidrat yang mengandung lebih dari sepuluh monosakarida yang berikatan. Bila dihidrolisis dapat menghasilkan lebih dari 6 molekul monosakarida, contoh : glikogen dan amilum (pati) merupakan polimer glukosa. Berfungsi untuk penyimpanan karbohidrat.
Ada beberapa metode uji kualitatif karbohidrat :
1. Uji Molisch
Adalah uji untuk membuktikan adanya karbohidrat. Uji ini efektif untuk berbagai senyawa yang dapat di dehidrasi menjadi furfural atau substitusi furfural oleh asam sulfat pekat. Senyawa furfural akan membentuk kompleks dengan α-naftol yang dikandung pereaksi Molisch dengan memberikan warna ungu pada larutan.
2. Uji Benedict
Adalah uji untuk membuktikan adanya gula pereduksi. Gula pereduksi adalah gula yang mengalami reaksi hidrolisis dan bisa diurai menjadi sedikitnya dua buah monosakarida. Karateristiknya tidak bisa larut atau bereaksi secara langsung dengan Benedict, contohnya semua golongan monosakarida, sedangkan gula non pereduksi struktur gulanya berbentuk siklik yang berarti bahwa hemiasetal dan hemiketalnya tidak berada dalam kesetimbangannya, contohnya fruktosa dan sukrosa. Dengan prinsip berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+ yang mengendap sebagai Cu2O berwarna merah bata. Untuk menghindari pengendapan CuCO3 pada larutan natrium karbonat (reagen Benedict), maka ditambahkan asam sitrat. Larutan tembaga alkalis dapat direduksi oleh karbohidrat yang mempunyai gugus aldehid atau monoketon bebas, sehingga sukrosa yang tidak mengandung aldehid atau keton bebas tidak dapat mereduksi larutan Benedict.
3. Uji Barfoed
Adalah uji untuk membedakan monosakarida dan disakarida dengan mengontrol kondisi pH serta waktu pemanasan. Prinsipnya berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+. Reagen Barfoed mengandung senyawa tembaga asetat.
4. Uji Seliwanoff
Prinsipnya berdasarkan konversi fruktosa menjadi asam levulinat dan hidroksimetil furfural oleh asam hidroklorida panas dan terjadi kondensasi hidroksimetilfurfural dengan resorsinol yang menghasilkan senyawa berwarna merah, reaksi ini spesifik untuk ketosa. Sukrosa yang mudah dihidrolisis menjadi glukosa dan fruktosa akan memberikan reaksi positif dengan uji seliwanoff yang akan memberikan warna jingga pada larutan.

5. Uji Hidrolisis Pati
Pati dan iodium membentuk ikatan kompleks berwarna biru. Pati dalam suasana asam bila dipanaskan dapat terhidrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana, hasilnya diuji dengan iodium yang akan memberikan warna biru sampai tidak berwarna dan hasil akhir ditegaskan dengan uji Benedict.
C. Alat dan Bahan
 Alat :
– Pipet tetes
– Tabung reaksi
– Rak tabung reaksi
– Gelas ukur
– Penangas air (hot plate)
– Stirrer
– Kertas saring
– Kertas lakmus
– Plat tetes
– Penjepit kayu

 Bahan :
– Larutan Iodium 0,05 M
– Larutan NaOH 2 %
– Larutan HCl 2 N
Pereaksi :
– Pereaksi Molisch
– Pereaksi Benedict
– Pereaksi Barfoed
– Pereaksi Seliwanoff
Larutan Karbohidrat :
– 0,1 M Sukrosa
– 0,1 M Glukosa
– 0,1 M Arabinosa
– 0,1 M Maltosa
– 0,1 M Galaktosa
– 0,1 M Fruktosa
– 0,1 M Laktosa
– Larutan Pati (amilum) 1%
D. Prosedur Percobaan
 Uji Molisch
3 tetes pereaksi Molisch

1 ml larutan karbohidrat ( 0,1 M glukosa, sukrosa, maltosa, arabinosa, larutan 1% amilum, dan selulosa/kapas yang disuspensikan dalam air.)

Dikocok perlahan

⊕ 1 ml asam sulfat pekat

 Uji Benedict
3 tetes larutan karbohidrat
dimasukkan
Tabung reaksi 2 ml reagen Benedict

Penangas air mendidih selama 3 menit

Dibiarkan dingin dan diperhatikan perubahan warna serta endapan (endapan hijau, kuning atau merah, menunjukkan reaksi positif).

 Uji Barfoed
1 ml larutan karbohidrat

Tabung reaksi  1 ml reagen Barfoed segar

Penangas air mendidih dan direbus selama 1 menit atau lebih. Jika perlu hingga reaksi reduksi terjadi. Biarkan dingin pada air mengalir selama 2 menit.

 Uji Seliwanoff
3 tetes larutan karbohidrat (sukrosa, galaktosa, fruktosa, glukosa, arabinosa)
dimasukkan
3 ml pereaksi Seliwanoff
dididihkan di atas api kecil selama 30 detik
Penangas air mendidih 1 menit

Perubahan warna merah jingga dan endapan, menunjukkan reaksi positif ketosa. Bila endapan dilarutkan dalam alkohol menjadi merah.

 Uji Hidrolisis Pati
Tabung reaksi  5 ml amilum 1%

⊕ 2,5 ml HCl 2 N

Dikocok sampai tercampur

Penangas air mendidih
Setelah 3 menit
Uji dengan Iodium : 2 tetes larutan + 2 tetes Iodium dalam plat tetes

Perubahan warna dicatat dan diamati

Uji Iodium dilakukan setiap 3 menit sampai hasil larutan berwarna kuning pucat

Hidrolisis dilanjutkan 5 menit lagi
didinginkan
2 ml larutan hasil hidrolisis diambil
dinetralkan
NaOH 2 %, lalu diuji kertas lakmus merah
diuji
Pereaksi Benedict

Apa yang dihasilkan dari hidrolisis pati disimpulkan
E. Data Pengamatan
Pada uji molisch direaksikan berbagai macam larutan karbohidrat seperti : glukosa, sukrosa, maltosa, arabinosa, amilum 1 %, selulosa, dengan pereaksi molisch. Pereaksi molisch memiliki bentuk larutan dan berwarna jingga sedangkan macam-macam larutan karbohidrat berwarna putih bening.
• Pereaksi Molisch + Glukosa  Larutan berwarna putih keruh, dan ada endapan putih yang mengapung-ngapung.
+ H2SO4  Larutan menjadi dua lapis, lapisan atas berwarna putih keruh dengan endapan putih dan lapisan bawah berwarna putih dan endapan berwarna ungu.
• Pereaksi Molisch + Sukrosa  Larutan berwarna putih keruh, dan ada endapan putih yang mengapung-ngapung.
+ H2SO4  Larutan menjadi dua lapis, lapisan atas berwarna putih keruh dengan endapan putih dan lapisan bawah berwarna putih dan endapan berwarna hitam.
• Pereaksi Molisch + Maltosa  Larutan berwarna putih keruh, dan ada endapan putih yang mengapung-ngapung.
+ H2SO4  Larutan menjadi dua lapis, lapisan atas berwarna putih keruh dengan endapan putih dan lapisan bawah berwarna putih dan endapan berwarna hitam.
• Pereaksi Molisch + Arabinosa  Larutan berwarna putih keruh, dan ada endapan putih yang mengapung-ngapung.
+ H2SO4  Larutan menjadi dua lapis, lapisan atas berwarna putih keruh dengan endapan putih dan lapisan bawah berwarna putih dan endapan berwarna ungu kehitaman.
• Pereaksi Molisch + Amilum 1%  Larutan berwarna putih keruh, dan ada endapan putih yang mengapung-ngapung.
+ H2SO4  Larutan menjadi dua lapis, lapisan atas berwarna putih keruh dengan endapan putih dan lapisan bawah berwarna putih dan endapan berwarna ungu.
• Pereaksi Molisch + Selulosa  Selulosa menjadi berwarna jingga.
+ H2SO4  Selulosa bagian atas berwarna putih bening agak kehijauan, bagian tengahnya berwarna hijau kehitaman, dan bagian bawahnya berwarna hitam.
Dalam uji Benedict direaksikan berbagai macam larutan karbohidrat seperti : fruktosa, galaktosa, maltosa, glukosa, sukrosa, dan arabinosa. Reagen Benedict memiliki bentuk larutan dan berwarna biru sedangkan macam-macam larutan karbohidrat berwarna putih bening.
• Reagen Benedict + Fruktosa  Larutan tetap berwarna biru, tidak berubah.
• Reagen Benedict + Galaktosa  Endapan berwarna merah.
• Reagen Benedict + Maltosa  Endapan berwarna merah.
• Reagen Benedict + Glukosa  Endapan berwarna merah.
• Reagen Benedict + Sukrosa  Larutan tetap berwarna biru, tidak berubah.
• Reagen Benedict + Arabinosa  Endapan berwarna merah.
Uji Barfoed direaksikan berbagai macam larutan karbohidrat seperti : laktosa, fruktosa, galaktosa, maltosa, arabinosa, glukosa, sukrosa, amilum. Reagen Barfoed memiliki bentuk larutan dan berwarna biru sedangkan macam-macam larutan karbohidrat berwarna putih bening.
• Reagen Barfoed + Laktosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Fruktosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Galaktosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Maltosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Arabinosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Glukosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Sukrosa  tidak ada perubahan warna.
• Reagen Barfoed + Amilum  larutan berwarna biru keruh, dan terbagi dua lapisan. Lapisan atas adalah amilum, lapisan bawah adalah reagen barfoed.
Uji Seliwanoff direaksikan berbagai macam larutan karbohidrat seperti : sukrosa, galaktosa, fruktosa, glukosa, arabinosa. Reagen Seliwanoff berbentuk larutan berwarna bening, dan macam-macam larutan karbohidrat berwarna putih bening.
• Reagen Seliwanoff + Sukrosa  setelah dipanaskan 20 menit berubah warna menjadi merah jingga.
• Reagen Seliwanoff + Galaktosa  setelah dipanaskan berubah warna menjadi jingga pucat.
• Reagen Seliwanoff + Fruktosa  setelah dipanaskan 50 menit berubah warna menjadi merah jingga.
• Reagen Seliwanoff + Glukosa  setelah dipanaskan berubah warna menjadi jingga pucat.
• Reagen Seliwanoff + Arabinosa  setelah dipanaskan berubah warna menjadi jingga pucat.
Pada uji hidrolisis pati, amilum 1% direaksikan dengan HCl 2 N. Larutan amilum memiliki bentuk larutan yang berwarna putih keruh sedangkan HCl 2 N memiliki bentuk larutan berwarna putih bening. Setelah direaksikan hasil larutan berwarna putih agak bening, dan dihidrolisis warna menjadi semakin bening. Kemudian hasil hidrolisis diambil 2 tetes dan direaksikan dengan 2 tetes iodium yang berwarna jingga, hasilnya larutan berubah warna menjadi ungu kehitaman. Lalu, hasil hidrolisis tadi diuji menggunakan kertas lakmus merah dan hasilnya kertas lakmus tidak berubah menjadi biru. Terakhir, setelah diuji dengan kertas lakmus hasil hidrolisis diuji dengan pereaksi Benedict. Hasilnya tidak ada perubahan warna apapun, larutan tetap berwarna bening.
F. Pembahasan
Pereaksi molisch terdiri dari α-naftol dalam alkohol yang akan bereaksi dengan furfural membentuk senyawa kompleks berwarna ungu yang disebabkan oleh daya dehidrasi asam sulfat pekat terhadap karbohidrat dan akan membentuk cincin berwarna ungu pada larutan glukosa, fruktosa, sukrosa, laktosa, maltosa, arabinosa, dan pati. Hal ini menunjukkan bahwa uji molisch sangat spesifik untuk membuktikan adanya karbohidrat. Tujuan ditambahkannya asam sulfat pekat adalah untuk menghidrolisis ikatan pada sakarida agar menghasilkan furfural. Hasil reaksi yang positif menunjukkan bahwa larutan yang diuji mengandung karbohidrat, sedangkan hasil reaksi yang negatif menunjukkan bahwa larutan yang diuji tidak mengandung karbohidrat. Terbentuknya cincin ungu menyatakan reaksi positif, pada percobaan yang memberikan reaksi positif adalah glukosa, sukrosa, maltosa, arabinosa, dan amilum. Dalam hasil percobaan, hampir seluruhnya larutan karbohidrat yang direaksikan dengan asam sulfat pekat memebentuk larutan menjadi dua lapisan dan pada bidang batas kedua lapisan tersebut akan terbentuk cincin ungu yang disebut kwnoid.
Reaksi uji Molisch :

Pada uji Benedict larutan tembaga alkalis akan direduksi oleh gula yang mempunyai gugus aldehid atau keton bebas dengan membentuk kuproksida yang berwarna. Gula pereduksi beraksi dengan pereaksi menghasilkan endapan merah bata (Cu2O). Pada gula pereduksi terdapat gugus aldehid dan OH laktol. OH laktol adalah OH yang terikat pada atom C pertama yang menentukan karbohidrat sebagai gula pereduksi atau bukan. Sekalipun aldosa atau ketosa berada dalam bentuk sikliknya, namun bentuk ini berada dalam kesetimbangannya dengan sejumlah kecil aldehida atau keton rantai terbuka, sehingga gugus aldehida atau keton ini dapat mereduksi berbagai macam reduktor. Hasil uji positif ditunjukkan oleh galaktosa, glukosa, maltosa, dan arabinosa, sedangkan untuk karbohidrat jenis fruktosa, sukrosa dan pati menunjukkan hasil negatif. Fruktosa memberikan hasil yang negatif yang seharusnya memberikan hasil positif, karena fruktosa bukanlah gula pereduksi. Tetapi memiliki gugus α-hidroksi keton, maka fruktosa akan berubah menjadi glukosa dan manosa dalam suasana basa serta memberikan hasil positif dengan pereaksi benedict. Sedangkan sukrosa tersusun oleh glukosa dan fruktosa, namun atom karbon anomerik keduanya saling terikat, sehingga pada setiap unit monosakarida tidak lagi terdapat gugus aldehida atau keton yang dapat bermutarotasi menjadi rantai terbuka, hal ini menyebabkan sukrosa tak dapat mereduksi pereaksi Benedict.
Reaksi uji Benedict :
O O
|| [o] ||
R — C — H + Cu2+ OH- R — C — OH + Cu2O ↓ (merah bata)

Pada percobaan uji Barfoed, karbohidrat direduksi pada suasana asam. Dalam asam, polisakarida atau disakarida akan terhidrolisis parsial menjadi sebagian kecil monomernya. Hal inilah yang menjadi dasar untuk membedakan antara monosakarida, oligosakarida/disakarida, dan polisakarida. Monomer gula dalam hal ini bereaksi dengan fosfomolibdat membentuk senyawa berwarna biru. Dibanding dengan monosakarida, polisakarida yang terhidrolisis oleh asam mempunyai kadar monosakarida yang lebih kecil, sehingga intensitas warna biru yang dihasilkan lebih kecil dibandingkan dengan larutan monosakarida. Disakarida juga akan memberikan hasil positif pada larutan memberikan warna biru dan bagian bawah terdapat endapan kemerahan bila didihkan cukup lama hingga terjadi hidrolisis. Tapi dalam percobaan, hasil yang diperoleh sama sekali tidak ada yang memberikan hasil yang positif, melainkan tidak ada perubahan warna sama sekali. Hal ini terjadi dikarenakan proses hidrolisis kurang cukup waktu dan suhu yang masih kurang panas.
Reaksi karbohidrat dengan Cu pada uji Barfoed :
O O
R – C – H + CuCH3COO R – C – OH + Cu2O (s) + CH3COOH

Di dalam uji Seliwanoff ada pembentukan 4-hidroksimetilfurfural yang terjadi pada reaksi antara fruktosa, sukrosa, galaktosa, glukosa, dan arabinosa yang mendasari uji seliwanof. Fruktosa merupakan ketosa, dan sukrosa terbentuk atas glukosa dan fruktosa, sehingga reaksi dengan pereaksi Seliwanof akan menghasilkan senyawa berwarna jingga. Warna jingga yang muncul disebabkan oleh senyawa kompleks. Dalam percobaan yang dilakukan sukrosa dan fruktosa memberikan warna merah jingga, sedangkan pada galaktosa, glukosa, dan arabinosa memberikan warna jingga pucat. Hidroksimetilfurfural yang mengalami kondensasi akan membentuk senyawa kompleks.
Reaksi uji Seliwanoff :

Pada percobaan uji hidrolisis pati, amilum yang direaksikan dengan HCl menjadi berwarna bening kemudian dihidrolisis dan ditambahkan dengan iodium menghasilkan warna ungu kehitaman. Hal ini karena ada dua macam amilum atau pati, yaitu pati yang larut dan pati yang tidak larut. Contoh pati yang larut adalah amilosa, dan pati yang tidak larut adalah amilofektin. Jika amilosa direaksikan dengan iodium maka akan berwarna biru, sedangkan jika amilofektin direaksikan dengan iodium akan memberikan warna ungu kehitaman. Jadi, hasil yang diperoleh merupakan jenis pati yang yang tidak larut, yaitu amilofektin.

G. Kesimpulan
 Karbohidrat adalah polihidroksi aldehida atau keton dengan rumus empirik (CH2O)n, dapat diubah menjadi aldehida dan keton dengan cara hidrolisis.
 Karbohidrat dibagi dalam tiga golongan yaitu : monosakarida, oligosakarida/disakarida, dan polisakarida.
 Uji Molisch : uji untuk membuktikan adanya karbohidrat dengan memberikan warna ungu pada larutan. Uji Benedict : uji untuk membuktikan adanya gula pereduksi, dengan memberikan warna merah bata pada karbohidrat. Uji Barfoed : uji untuk membedakan monosakarida dan disakarida. Uji Seliwanoff : prinsipnya berdasarkan konversi fruktosa menjadi asam levulinat dan hidroksimetil furfural oleh asam hidroklorida panas dan terjadi kondensasi hidroksimetilfurfural dengan resorsinol yang menghasilkan senyawa berwarna merah. Uji Hidrolisis Pati : untuk mengetahui kelarutan amilum, dengan mereaksikan pati dan iodium yang akan membentuk ikatan kompleks berwarna biru.
H. Daftar Pustaka
 Murray RF; Granner OK; Rodwell V. Harper’s Review of Biochemistry. Penerbit : Buku Kedokteran. Jakarta. 1995.
 Lehninger.1982. Dasar-Dasar Biokimia. Penerjemah : Maggy Thenawijaya. Jakarta. Erlangga.
 Hart, Harold. 1983. Kimia Organik. Jakarta. Erlangga.
 Anonim. Penuntun Praktikum Kimia Dasar Umum. Universitas Indonesia FMIPA Jurusan Kimia. 1998 : 115-118.

BAB I

PENDAHULUAN

Hampir semua negara, bidang  kefarmasian awalnya merupakan bagian dari ilmu kedokteran. Seiring dengan berjalannnya waktu, peran kefarmasian dipandang sangat penting dalam dunia kesehatan sehingga menuntut profesionalitas kefarmasian. Hal ini membawa dampak pengembangan pendidikan kefarmasian tersendiri, terpisah dari pendidikan kedokteran.  Di Jepang, pendidikan kefarmasian mulai didirikan pada masa Restorasi Meiji, dan hingga sampai saat ini terdapat 17 universitas/ sekolah negeri dan 29 universitas swasta yang mempunyai pendidikan kefarmasian.

Perkembangan pendidikan kefarmasian di Jepang dibagi dalam enam periode sebagai berikut :

1.  Periode Pendirian Pendidikan Kefarmasian (1873-1879).  Pionernya adalah Department of  Manufacturing Pharmacy, Faculty of Medicine, University of Tokyo yang didirikan pada 1873, yang sekarang menjadi Faculty of Pharmaceutical Science, University of Tokyo. Tujuan didirikan departemen tersebut pada saat itu adalah pelatihan profesional untuk mengakomodasi obat-obat import dari negara-negara barat.

2. Periode Pembangunan Pendidikan Kefarmasian (1880-1911). Pada periode tersebut, Perhimpunan Pendidikan Kefarmasian Jepang (The Pharmaceutical Society of Japan for Academic) didirikan pada 1880, dan 13 tahun (1893) kemudian berubah menjadi Asosiasi Kefarmasian Jepang (The Japan Pharmaceutical Association) yang tujuannya untuk pengembangan pendidikan kemudian profesionalitas kefarmasian. Periode 1-2 dilakukan pada era Kekaisaran Meiji (Kaisar Mutsuhito).

3.  Periode Pengembangan Pendidikan Kefarmasian (1912-1944). Periode ini berjalan pada era Kekaisaran Taishou (Kaisar Yoshihito) dan setengah periode dari era Kekaisaran Shouwa (Hirohito). Pada era ini, 17 sekolah farmasi dibangun, dan mempelajari beberapa subjek yaitu :  kimia farmasi, farmakognosi, kimia higienis, dan kimia industri. Sedangkan, farmakologi, bakteriologi dan biokimia belum dipikirkan untuk dipelajari pada era ini. Ini jelas bahwa orientasi pendidikan kefarmasian di Jepang baru pada tahap produksi obat (drug oriented).

4.  Periode Reformasi Sistem Pendidikan Kefarmasian (1945-1960). Setelah Perang Dunia II selesai, sistem pendidikan kefarmasian di Jepang mulai direformasi pada tahun 1949, sebanyak 46 sekolah/ universitas/ departemen kefarmasian dibangun. Lulusan tersebut harus memenuhi persyaratan untuk mendapatkan lisensi farmasis nasional melalui ujian yang diselenggarakan oleh Kementerian Kesehatan dan Kesejahteraan Jepang. Pada tahun 1956, departemen kefarmasian di suatu sekolah/universitas berkembang menjadi tiga departemen yaitu : farmasi, farmasi industri dan biologi farmasi.

5.  Periode Perbaikan dan Perkembangan Pendidikan Kefarmasian (1961-1985). Pada periode ini, pendidikan tinggi farmasi terus dikembangkan hingga menjadi 46 sekolah/universitas kefarmasian. Tiap tahunnya, sebanyak 8.000  lulusan dihasilkan dan 60%-nya bekerja di industri farmasi, sisanya bekerja sebagai farmasis (apoteker) di rumah sakit dan apotek. Pada periode ini, orientasi farmasi sudah mulai berkembang ke pelayanan kesehatan (patient oriented).

6.  Pergerakan menuju reformasi pendidikan kefarmasian terkini (1986-skrng). Berdasarkan amandemen hukum pelayanan pengobatan/kesehatan tahun 1986 dan 1992, peran farmasis (apoteker) dan apotek dibuat lebih semakin spesifik dan dibedakan secara jelas antara kedokteran dengan kefarmasian. Pada tahun 1994, Komite Kementerian Kesehatan dan Kesejahteran mengusulkan priode kelulusan seorang sarjana farmasi, yaitu 4 tahun sarjana strata-1 dilanjutkan 2 tahun sarjana strata-2 (M.Sc) atau 6 tahun sistem pendidikan tinggi meliputi praktek kerja di insitusi kesehatan selama periode waktu 6 bulan.

 

BAB II

PEMBAHASAN

2.1  Pelayanan Kefarmasian di Jepang

Pelayanan kefarmasian di Jepang yaitu terhadap pasien langsung ditangani oleh apoteker. Di Jepang tidak ada tenaga teknisi atau asisten apoteker sehingga segala proses dispensing obat dilakukan oleh apoteker. Kalaupun ada tenaga selain apoteker atau non apoteker, terbatas hanya satu orang tenaga kasir. Proses pelayanannya sebagai berikut :

A)   Penerimaan resep oleh apoteker.

B)   Mengisi formulir yang berisi tentang data-data pasien yang terkait dengan obat seperti  riwayat alergi dan sebagainya. Informasi yang diberikan  dalam bahasa Jepang.

rbuat dari plastik. Informasi yang ada pada etiket tersebut juga sama dengan di Indonesia. Bedanya pada etiket obat di Jepang juga dicantumkan gambar C)   Proses penyiapan obat di dalam ruang peracikan obat.

D)  Penyerahan obat ke pasien. Obat diserahkan dalam etiket yang sama seperti di Indonesia. Bedanya etiket terbuat dari kertas sedangkan di Indonesia tedari obat yang ada di dalamnya. Jadi kesalahan akibat tertukarnya obat menjadi lebih kecil.

E)  Apoteker memberikan informasi tentang nama obat, khasiat dan aturan pakai sambil memperlihatkan obat tersebut pada pasien.

F)    Proses pembayaran.

Hal baru yang mungkin belum ada di Indonesia adalah ketika pasien menerima obat, mereka juga diberikan satu lembar kertas yang berisi tentang informasi obat yang akan digunakan oleh pasien. Informasi tersebut dimuat dalam kolom-kolom yang berisi nama obat, gambar obat ( bewarna ), khasiat dari obat ( efek ), aturan pemakaian, interaksi obat dengan obat/ bahan lain serta kolom yang digunakan untuk memuat catatan khusus dari apoteker. Lembaran ini berupa hasil print out komputer yang sudah terprogram

Pelayanan kefarmasian di Jepang juga sudah mulai beranjak menuju patien-oriented. Mulai sejak 3-4 tahun yang lalu, pasien diberi konseling pada saat masuk dan pada saat di rumah sakit. Karena keterbatasan jumlah apoteker dan juga pertimbangan uang jasa pelayanan kefarmasian, konseling dan sekaligus pemantauan terapi pasien dilakukan sekali seminggu untuk tiap pasien. Jadi jika pasien dirawat selama 3 minggu, dia akan mendapat 3 kali konseling. Namun, ada juga yang mendapat pemantauan setiap hari, terutama pada pasien-pasien yang mendapatkan antibiotik khusus seperti anti MRSA (Methicillin Resistant Staphylococcus Aureus), quinolon yang baru, golongan penem, dan anti fungi. Mereka akan memantau dari hasil pemeriksaan lab pasien, dan jika diperlukan mendatangi pasien untuk menanyakan efek-efek samping yang mungkin dialami pasien. Dalam hal pelayanan informasi obat, farmasis menyiapkan data base lengkap mengenai obat-obat yang dipakai di rumah sakit (sekitar 2000 item yang dipilih), sehingga dokter dengan mudah dapat memperoleh informasi yang diperlukan dengan mengklik di komputernya masing-masing jika misalnya akan menulis resep. Jika diperlukan, mereka akan menanyakan pada apoteker

2.2    Program-program dari Pemerintah

Selain pihak yang terkait dengan tempat-tempat yang berkaitan dengan kesehatan dan obat-obatan seperti apotek dan rumah sakit, pemerintah juga perlu ikut campur tangan dalam urusan-urusan tersebut. Pemerintah bisa mempersiapkan dan membuat program-program yang bisa memajukan dan membuat pasien nyaman dengan pelayanan yang diberikan. Tentunya, program-program seperti itu harus didukung dan dijalankan semaksimal mungkin.

Contohnya yang diterapkan di rumah sakit. Rumah sakit diseluruh Jepang telah bersiap menghadapi kemungkinan merebaknya flu babi dengan membuat bagian khusus untuk memeriksa orang yang diduga terinfeksi flu babi.

Pemerintah Metropolitan Tokyo telah meminta 60 rumah sakit untuk membentuk bagian khusus guna mengantisipasi penyebaran penyakit ini. Nantinya tiap rumah sakit akan mempersiapkan ruangan yang disiapkan khusus bagi pemeriksaan kesehatan terkait flu babi.

Pemerintah Metropolitan Tokyo mulai mendistribusikan pakaian pelindung dan  pelindung wajah kepada para staf kesehatan serta membagikan tamiflu kepada rumah sakit yang menyediakan bagian khusus untuk perawatan flu babi.

Pemerintah Metropolitan Tokyo menyatakan tidak akan mengungkapkan nama rumah sakit yang menyediakan bagian khusus itu guna menghindari kesalahpahaman. Namun, pejabat terkait menyatakan saat seseorang merasa dirinya terinfeksi flu babi, sebaiknya mereka menelpon pusat kesehatan masyarakat dan tidak terburu-buru pergi ke rumah sakit karena pusat kesehatan masyarakat akan memutuskan apakah si penelpon harus diperiksa dokter dan memberikan informasi rumah sakit yang memiliki bagian khusus pemeriksaan flu babi.

Menurut Pemerintah Metropolitan Tokyo, orang yang berpotensi terinfeksi flu babi bila mereka terkena demam tinggi diatas 38 derajat celcius dalam 10 hari setelah kembali dari Meksiko atau negara yang sebelumnya telah terkena wabah flu babi.

Kementerian Luar Negeri Jepang telah meluncurkan layanan konsultasi flu babi di dalam bahasa Inggris dan Jepang. Sementara Kementerian Kesehatan, Tenaga Kerja dan Kesejahteraan akan membuat layanan konsultasi khusus dalam bahasa Jepang.

2.3    Rumah Sakit dan Apotek di Jepang

Negara Jepang adalah salah satu negara yang memiliki perkembangan kemajuan yang sangat pesat. Tentunya juga dalam bidang kesehatan dan obat-obatan. Pastinya sebagai salah satu negara yang maju dengan kecanggihan teknologinya, Jepang memiliki rumah sakit dan apotek-apotek yang berstandar internasional dengan pelayanan yang memuaskan.

Contoh rumah sakit yang ada di Jepang adalah Ehime University Hospital. Di Ehime Univ Hospital, pengelolaan perbekalan farmasi sangat dibantu oleh adanya sistem teknologi informasi yang canggih. Semua bagian di rumah sakit terhubung dengan jaringan intranet, sehingga sangat memudahkan komunikasi. Salah satunya adalah mesin penyiapan sediaan injeksi secara otomatis (automatic ampule dispenser). Jadi, jika dokter meresepkan satu bentuk injeksi tertentu, ia akan menuliskan di komputer, dan informasi itu segera sampai di mesin automatis tadi dan menyiapkan obat yang diminta, dalam bentuk satu unit dosis. Farmasis tinggal mengecek kebenarannya sesuai dengan resep. Menurut Prof. Hiroaki Araki, Director of Hospital Pharmacy, Ehime University Hospital, tidak semua rumah sakit memiliki mesin semacam itu, karena beliau mengembangkan sendiri mesin tersebut. Lalu setelah semua sediaan injeksi siap, mereka akan mengirimkannya ke bangsal (ward) di mana pasien berada.

Keberadaan nurse yang mengambil atau asisten apoteker di rumah sakit ini  yang mengantar ke bangsal tidak ada. Obat-obat tadi diantar dengan semacam keranjang yang dijalankan dengan semacam ban berjalan. Lalu secara computerized akan diset kemana keranjang tadi harus diantarkan, baru di sana nurse akan menerima dan membagikannya sesuai dengan nama pasien. Keranjang yang sudah kosong akan dikembalikan lagi ke farmasi menggunakan ban berjalan yang sama. Tetapi, sistem ini pun tidak semua rumah sakit memilikinya. Sebagian masih dilakukan secara manual. Di Ehime Univ Hospital, dengan jumlah bed sekitar 600 bed, jumlah farmasisnya adalah 27 orang plus 2 orang Director and Vice Director of Hospital Pharmacy.

Therapeutic Drug Monitoring

Salah satu pelayanan farmasi yang masih sulit dilakukan di Indonesia karena keterbatasan biaya dan alatnya adalah Therapeutic Drug Monitoring (TDM). TDM di rumah sakit ini dilakukan atas dasar permintaan dokter. Selain itu, farmasis juga dapat mengusulkan dilakukannya TDM jika mereka memandang perlu adanya pemantauan kadar obat dalam darah untuk pasien tertentu. Tentu tidak semua obat di-TDMkan. Di rumah sakit ini beberapa obat yang hampir selalu mendapatkan pemantauan melalui TDM adalah tacrolimus, siklosporin, anti epileptic drug dan anti MRSA drug. Dari sini hasilnya akan dilaporkan kepada dokter dan digunakan menjadi dasar adjusment dosis pada terapi. Alat untuk TDM di rumah sakit ini sudah canggih. Alat TDX yang lama sudah tidak digunakan lagi. Sekarang mereka menggunakan mesin khusus dengan metode chemiluminescence assay, di mana pemeriksaan jadi lebih sensitif dan cepat dan pemeriksaannya cepat. Dokter juga umumnya meminta hasil yang cepat, jadi mereka bisa memberikan hasil TDM pasien dalam waktu 30 menit – 1 jam setelah sampel dikirim ke farmasi.

Lain lagi di Rumah Sakit Aizu Central Hospital. Di Aizu Central Hospital, kota Aizu-Wakamatsu 200 km sebelah utara Tokyo, Jepang, baru-baru ini membeli 3 robot produksi termasuk Jepang, salah satu diantaranya bertugas melayani tamu, dan dua robot lainnya bertugas sebagai pengangkut, ini adalah kali pertama rumah sakit di Jepang merekrut “pegawai” robot. Bagian kepala robot ini berbentuk elips, badannya dikombinasi dengan warna hijau dan putih, warna yang sangat menyilaukan, di bagian tengah badan terdapat alat pengeras suara, dapat berjalan bebas, bisa melayani tamu dan mengangkut barang.

Selain rumah sakit Jepang juga memiliki apotek-apotek yang bisa dibilang hampir sama dengan kebanyakan apotek di Indonesia. Apotek-apotek di Jepang juga memiliki fasilitas yang tidak kalah dengan rumah sakitnya seperti yang ada di salah satu apotek yang ada di Jepang ini. Apotek ini memiliki ruangan yang kira-kira sama dengan ruangan yang ada di Indonesia. Ruangannya terdiri dari Counter Self Medication, Counter Kasir, dan ruangan peracikan obat.

A)  Counter Self Medication terdiri dari beberapa rak yang berisi produk-produk yang dijual dengan sistem swalayan dan etalase yang berisi produk dengan sistem nonswalayan. Produk yang dijual berbahasa Jepang. Produk yang tersedia seperti kebutuhan bayi  (susu, pampers, dot, bedak, dll ), aneka jenis salep dan krim, koyok, beberapa jenis obat tablet seperti aspirin dan lain sebagainya. Kondisinya sepertinya mirip dengan apotek-apotek di Indonesia yang memiliki counter swalayan seperti Kimia Farma.

B)  Di Counter Self Medication ini ada meja konsultasi dengan seorang farmasis / apoteker yang siap memberikan pelayanannya.

C) Counter kasir berupa space tempat kegiatan penerimaan resep, pembayaran dan penyerahan obat dilakukan oleh petugas apotek. Proses pembayaran dilakukan ketika obat akan diberikan ke pasien.

D)   Di belakang counter kasir terdapat ruangan peracikan yang dibatasi oleh kaca transparan. Pasien bisa melihat secara langsung kegiatan yang terjadi di dalam ruangan peracikan. Ada sekitar 5 orang apoteker yang sedang bertugas dengan mengenakan jas kerja (seperti jas laboratorium yang bewarna putih ) dengan mengenakan masker.

E)   Ruangannya sangat nyaman, bersih dengan tempat duduk yang empuk.

2.4   Pengobatan Tradisional dan Alternatif

A. Pengobatan Tradisional

Pengobatan tradisional Tiongkok, ayurveda dari India, dan jamu dari Indonesia sudah sering kita dengar. Tapi, belum banyak orang yang mendengar Kampo Medicine, yaitu pengobatan tradisional Jepang yang sejak abad ke-20 mengalami perubahan konsep agar dapat digunakan secara berdampingan dengan sistem pengobatan modern yang maju pesat.

Praktek integrasi pengobatan modern dan tradisional Kampo dilaksanakan di sebuah rumah sakit modern di Jepang, yaitu Toyama Medical and Pharmaceutical University. Integrasi itu berdasar kebijakan pemerintah Jepang untuk melestarikan penggunaan sistem pengobatan tradisional mereka, terutama sejak sistem tersebut diterima di masyarakat.

Saat ini Toyama Medical and Pharmaceutical University sudah punya Departemen Pengobatan Kampo (Department of Japanese-Oriental Medicine), yang rata-rata dikunjungi 90 pasien setiap hari. Secara umum, pasien terbagi ke dalam dua kelompok yaitu, penderita penyakit yang sudah tidak ada obat modern yang efektif terhadapnya dan kelompok yang kesulitan menggunakan obat modern.

Rasa tidak enak di daerah dada yang sulit dilacak penyebabnya, penurunan berat badan yang tidak dapat dipastikan penyebabnya, sirosis hati, gagal ginjal kronis, dan kerusakan paru-paru kronis adalah contoh gangguan kesehatan yang sulit dicarikan pengobatan modern yang efektif. Hipersensitivitas dan efek samping obat, gangguan kesehatan yang sangat kompleks sehingga pengobatan untuk satu organ akan mengganggu organ lain, hilangnya kepercayaan terhadap obat modern, serta kelainan yang berhubungan dengan bodi dan spirit adalah contoh gangguan kesehatan yang dialami orang yang kesulitan menggunakan obat modern.

Pada pelayanan kesehatan primer, saat ini Kampo Medicine memegang peran penting. Selain itu, obat kampo digunakan untuk pengobatan penunjang pada kasus-kasus lifestyle relating diseases, seperti hipertensi, flu, sakit kepala, artritis, neuralgia, asma bronkial, hepatitis kronis, diabetes melitus, dan gangguan ginjal.

Di antara lebih kurang 260.000 dokter di Jepang, hanya 3.500 orang yang punya spesialisasi pengobatan Kampo. Mereka yang sudah memiliki keahlian itu memang menggunakan Kampo sebagai obat utama pada praktik sehari-hari. Sementara itu, dokter lain hanya menggunakannya dalam situasi yang sangat mendesak, seperti hepatitis kronis.

Sampai saat ini, hanya Toyama Medical and Pharmaceutical University yang memasukkan mata ajaran Kampo Medicine ke dalam sistem pendidikan mereka. Hal tersebut dipandang perlu, mengingat praktek pengobatan Kampo hanya dapat dilakukan secara optimal melalui pemahaman yang sangat dalam terhadap konsep dasarnya.

Dokter yang tidak mendapatkan pelajaran Kampo bisa mengambil kursus yang khusus diadakan oleh ahli kampo yang memperoleh pengetahuan itu secara turun-temurun. Praktek pendidikan seperti itu memang berbeda dengan sistem pendidikan kedokteran di Tiongkok dan Korea, di mana pendidikan untuk dokter pengobatan tradisional dan pengobatan Barat diadakan di sekolah yang berbeda. Jadi, di Tiongkok dan Korea dijumpai dokter khusus obat tradisional dan dokter obat modern.

B. Pengobatan Alternatif

Selama 20 tahun terakhir, penduduk Jepang mampu mengobati pasien kanker dengan menggunakan metode ini. Mereka menggunakan sistem imun yang akan memperbaiki kondisi sistem kekebalan dan akan kemudian melindungi pasien terhadap kemungkinan komplikasi dan infeksi setelah perawatan lainnya.

Di Jepang juga terdapat beberapa klinik terapi urin. Dr. S. Arai, peneliti terapi urin dan manajer Fujisaki Institute di Hayashibara Biochemical Laboratories telah membuktikan bahwa urin dapat menyembuhkan penyakit kronis seperti kanker dan hepatitis. Menurutnya, dewasa ini diperkirakan terdapat sekitar dua juta peminum auto urin di Jepang. Begitu pula di Cina, Taiwan dan Amerika Serikat, kebiasaan meminum air seni sudah memasyarakat. Bahkan di Cina, sekitar 3 juta orang meminum urinnya sendiri, sementara di Jerman sekitar 5 juta orang sudah mempraktekkannya.Urin mengandung mineral, vitamin, enzim, energy, asam amino, energyc, antigen, allergen, garam dan energyc lainnya. Sejauh ini, ada sepuluh hipotesa cara kerja terapi auto urin.

1.  Pertama, penyerapan dan penggunaan kembali energyc.

2. Kedua, penyerapan kembali energy. Misalnya, kortikosteroid yang dapat mencegah infeksi, rematik dan asma. Atau, melationin sebagai obat penenang dan anti kanker.

3.  Ketiga, penyerapan kembali enzim.

4.  Keempat, penyerapan kembali urea. Urin mengandung 25-30 gram urea per hari.

5.  Kelima, energi efek kekebalan.

6.  Keenam, energi efek bakterisida dan virusida.

7. Ketujuh, sebagai terapi garam yang berguna untuk memperlancar energycm, menyingkirkan kelebihan gula darah, dan mengeluarkan zat-zat toksik dari cairan dan jaringan tubuh.

8. Kedelapan, energi efek diuretika, yakni untuk menstimuler ginjal, meningkatkan produksi air seni, membersihkan ginjal serta ‘mencuci’ gula darah dan zat-zat toksik.

9. Kesembilan, sebagai gambar hologram. Biofeedback-nya memberikan gambaran keadaan tubuh. Meminum urin akan mengoreksi dan memulihkan keseimbangan fisiologi tubuh yang terganggu penyakit.

10. Kesepuluh, energi efek psikologis. Terapi ini dianggap sebagai penyembuhan dari dalam tubuh secara mekanistik dan holistik pada tingkat energi.

 

BAB III

KESIMPULAN DAN SARAN

3.1  Kesimpulan

  • Perkembangan pendidikan kefarmasian di Jepang mengalami enam periode
  • Pelayanan kefarmasian di Jepang terhadap pasien langsung ditangani oleh apoteker dan tidak mengenal istilah asisten apoteker.
  • · Therapeutic Drug Monitoring (TDM) adalah salah satu pelayanan kefarmasian yang berkembang di Jepang dan sulit diterapkan di Indonesia.
  • · Pemerintah Jepang memiliki program-program dalam mendukung pelayanan kefarmasian di Jepang.
  • · Contoh pengobatan tradisional di Jepang adalah Kampo Medicine dan contoh pengobatan alternatifnya adalah dengan menggunakan metide sistem imun.

3.2  Saran

  • Indonesia bisa menerapkan pelayanan kefarmasian yang ada di Jepang yaitu penanganan pasien langsung ke apoteker.
  • · Indonesia bisa menerapkan Therapeutic Drug Monitoring (TDM) yaitu pemantauan kadar obat dalam darah.
  • · Indonesia bisa mengadopsi cara penyembuhan penyakit, baik tradisional maupun alternatif dari negara Jepang.

DAFTAR PUSTAKA


Baca entri selengkapnya »

Tokio Hotel – Monsoon

Posted: 23 Oktober 2010 in songs lyrics

I’m staring at a broken door

There’s nothing left here anymore
My room is cold
It’s making me insane

I’ve been waiting here so long
But now the moment seems to’ve come,
I see the dark clouds coming up again.

Running through the monsoon
Beyond the world,
To the end of time,
Where the rain won’t hurt
Fighting the storm,
Into the blue,
And when I loose myself I think of you,
Together we’ll be running somewhere new
Through the monsoon.
Just me and you

A half moon’s fading from my sight
I see a vision in its light
But now it’s gone and left me so alone
I know I have to find you now
Can hear your name, I don’t know how
Why can’t we make this darkness feel like home?

Running through the monsoon
Beyond the world
To the end of time
Where the rain won’t hurt
Fighting the storm
Into the blue
And when I loose myself I think of you
Together we’ll be running somewhere new
And nothing can hold me back from you
Through the monsoon

Hey! Hey!

I’m fighting all this power
Coming in my way
Let it take me straight to you
I’ll be running night and day
I’ll be with you soon
Just me and you
We’ll be there soon
So soon

Running through the monsoon
Beyond the world
To the end of time
Where the rain won’t hurt
Fighting the storm
Into the blue
And when I loose myself I think of you
Together we’ll be running somewhere new
And nothing can hold me back from you
Through the monsoon

Through the monsoon
Just me and you
Through the monsoon
Just me and you..
Baca entri selengkapnya »

Selasa, 13 Juli 2010

Sebuah catatan sain baru saja dirilis yang membuktikan bahwa permukaan bulan pernah dihuni kehidupan cerdas.
Hal itu dibuktikan dari penemuan sebuah arca 10 inci di atas batu karang bulan.

Pakar Geologi Dr. Morris Charles mengungkapkan beberapa waktu lalu bahwa para ilmuwan daru laboratorium NASA telah membawa sebuah batu dari misi Apollo 11 40 tahun silam, tahun 1969. Dr. Charles adalah seorang ilmuwan dari NASA selama 23 tahun sebelum akhirnya mengundurkan diri. Tapi ia tetap menjaga hubungan dengan lembaga tempat ia bekerja dulu.

“Figur arca itu menggugah rasa keingin tahuan kita. Artinya pada suatu waktu atmosfer di bulan sangat mendukung kehidupan. Lebih dari itu, arca itu juga menunjukkan dari rasa estetika seni yang indah dari orang-orang yang membuatnya,”kata Dr.Charles kepada reporter.

Arca yang disebut sebagai “Angel” atau bidadari itu terbuat dari kombinasi besi khusus ditemukan ekslusif di sebuah tempat di ketinggian di bulan. Angel adalah arca bersosok perempuan memiliki sayap di bagian belakang dan rambut bergelombang panjang.
Ada kemungkinan arca angel didatangkan dari planet lain. Berdasar analisis kimia logam, pakar Geologi menduga bahwa arca itu berusia lebih dari 200.000 tahun, yang berarti kemungkinan ia dibuat 170.000 tahun sebelum spesis manusia muncul di bumi.
Dr. Miles Fredericks dari Universitas New York menyebutkan teori tentang legenda orang Sumeria yang menyebutkan Annunaki, dewa-dewa bersayap, yang berasal dari abad 18 SM. Mungkin orang Sumeria pernah dikunjungi penghuni bulan, yang sosoknya dijadikan imej dari arca Angel.

Walaupun banyak yang memikirkan misteri figur Angel tetapi sebagian orang menyayangkan mengapa rahasia itu disimpan begitu lama. “Artifak ini telah menjadi rahasia umum di kalangan dalam NASA selama bertahun-tahun. Tapi pejabat tinggi NASA menyimpan rahasia ini untuk mencegah kepanikan dunia. Saya sendiri mendapat bocoran dari orang yang identitasnya dirahasiakan,”kata Dr.Charles.
Secara resmi NASA membantah laporan Dr.Charles. Arca itu dipamerkan pada fotografer dan wartawan di sebuah tempat tertutup.

sumber : arieffanfitrov.blogspot.com
Baca entri selengkapnya »